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Citometría de flujo
FACS-buisje.JPG
Un tubo de citómetro de flujo con pajilla de succión.
ClasificaciónCitometría
AnalitosCélulas o partículas
Otras tecnicas
RelacionadosContador de rejas

La citometría de flujo (FC) es una técnica que se utiliza para detectar y medir las características físicas y químicas de una población de células o partículas. [1] [2] [3] [4]

En este proceso, una muestra que contiene células o partículas se suspende en un líquido y se inyecta en el instrumento de citómetro de flujo. La muestra se enfoca para que fluya idealmente una celda a la vez a través de un rayo láser, donde la luz dispersada es característica de las celdas y sus componentes. Las células a menudo se etiquetan con marcadores fluorescentes para que la luz se absorba y luego se emita en una banda de longitudes de onda. Se pueden examinar rápidamente decenas de miles de células y una computadora procesa los datos recopilados.

La citometría de flujo se utiliza de forma rutinaria en la investigación básica, la práctica clínica y los ensayos clínicos . Los usos de la citometría de flujo incluyen:

Un analizador de citometría de flujo es un instrumento que proporciona datos cuantificables de una muestra. Otros instrumentos que utilizan citometría de flujo incluyen clasificadores de células que separan físicamente y, por lo tanto, purifican las células de interés en función de sus propiedades ópticas.

Historia [ editar ]

El primer dispositivo de citometría de flujo basado en impedancia , que utiliza el principio de Coulter , se describió en la patente estadounidense 2.656.508, concedida en 1953 a Wallace H. Coulter . Mack Fulwyler fue el inventor del precursor de los citómetros de flujo actuales, en particular el clasificador de células. [5] Fulwyler desarrolló esto en 1965 con su publicación en Science . [6] El primer dispositivo de citometría de flujo basado en fluorescencia (ICP 11) fue desarrollado en 1968 por Wolfgang Göhde de la Universidad de Münster , presentado para patente el 18 de diciembre de 1968 [7] y comercializado por primera vez en 1968/69 por un desarrollador y fabricante alemán. Partec a través de Phywe AG en Göttingen. En ese momento, los métodos de absorción todavía eran ampliamente favorecidos por otros científicos sobre los métodos de fluorescencia . [8] Poco después, se desarrollaron instrumentos de citometría de flujo, incluido el Citofluorógrafo (1971) de Bio / Physics Systems Inc. (más tarde: Ortho Diagnostics), el PAS 8000 (1973) de Partec, el primer FACS (clasificación de células activadas por fluorescencia ) instrumento de Becton Dickinson (1974), el ICP 22 (1975) de Partec / Phywe y los Epics de Coulter (1977/78). Amphasys (2012) presentó el primer citómetro de flujo de impedancia de alta frecuencia sin etiquetas basado en un "laboratorio en chip" patentado de microfluidos, Ampha Z30. [ cita requerida ]

Nombre de la tecnología [ editar ]

El nombre original de la tecnología de citometría de flujo basada en fluorescencia era "citofotometría de pulso" ( alemán : Impulszytophotometrie ), basado en la primera solicitud de patente sobre citometría de flujo basada en fluorescencia. En la Quinta Conferencia de la American Engineering Foundation sobre Citología Automatizada en Pensacola (Florida) en 1976, ocho años después de la introducción del primer citómetro de flujo basado en fluorescencia (1968), se acordó utilizar comúnmente el nombre "citometría de flujo", un término que rápidamente se hizo popular. [9]

Para obtener más detalles históricos, consulte citometría .

Citómetros de flujo [ editar ]

Diagrama esquemático de un citómetro de flujo, desde el enfoque de la vaina hasta la adquisición de datos.

Los citómetros de flujo modernos pueden analizar muchos miles de partículas por segundo, en "tiempo real" y, si se configuran como clasificadores de células, pueden separar y aislar activamente partículas con propiedades ópticas específicas a velocidades similares. Un citómetro de flujo es similar a un microscopio , excepto que, en lugar de producir una imagen de la célula, la citometría de flujo ofrece una cuantificación automatizada de alto rendimiento de parámetros ópticos específicos célula por célula. Para analizar tejidos sólidos , primero debe prepararse una suspensión unicelular.

Un citómetro de flujo tiene cinco componentes principales: una celda de flujo, un sistema de medición, un detector, un sistema de amplificación y una computadora para el análisis de las señales. La celda de flujo tiene una corriente líquida (fluido envolvente), que transporta y alinea las celdas para que pasen una sola fila a través del haz de luz para la detección. El sistema de medición utiliza comúnmente la medición de impedancia (o conductividad) y sistemas ópticos: lámparas ( mercurio , xenón ); láseres de alta potencia refrigerados por agua ( argón , criptón , láser de colorante); láseres de baja potencia refrigerados por aire (argón (488 nm), rojo-HeNe (633 nm), verde-HeNe, HeCd (UV)); láseres de diodo(azul, verde, rojo, violeta) resultando en señales de luz. El detector y el sistema de conversión de analógico a digital (ADC) convierte las mediciones analógicas de luz de dispersión directa (FSC) y luz de dispersión lateral (SSC), así como señales de fluorescencia específicas de colorante en señales digitales que pueden ser procesadas por una computadora. . El sistema de amplificación puede ser lineal o logarítmico .

El proceso de recopilación de datos de muestras utilizando el citómetro de flujo se denomina "adquisición". La adquisición está mediada por una computadora conectada físicamente al citómetro de flujo y el software que maneja la interfaz digital con el citómetro. El software es capaz de ajustar parámetros (por ejemplo, voltaje, compensación) para la muestra que se está probando y también ayuda a mostrar la información inicial de la muestra mientras adquiere datos de la muestra para asegurar que los parámetros estén configurados correctamente. Los primeros citómetros de flujo eran, en general, dispositivos experimentales, pero los avances tecnológicos han permitido aplicaciones generalizadas para su uso en una variedad de propósitos tanto clínicos como de investigación. Debido a estos desarrollos, un mercado considerable para la instrumentación, software de análisis, así como los reactivos utilizados en la adquisición como Se han desarrollado anticuerpos marcados con fluorescencia .

Los instrumentos modernos suelen tener varios láseres y detectores de fluorescencia. El récord actual para un instrumento comercial es de diez láseres [10] y 30 detectores de fluorescencia. [11] Aumentar el número de láseres y detectores permite el etiquetado de múltiples anticuerpos y puede identificar con mayor precisión una población objetivo por sus marcadores fenotípicos . Ciertos instrumentos pueden incluso tomar imágenes digitales de células individuales, lo que permite el análisis de la ubicación de la señal fluorescente dentro o sobre la superficie de las células.

Hardware [ editar ]

Sistema de fluídica de un citómetro de flujo [ editar ]

Las células deben pasar uniformemente a través del centro de los rayos láser enfocados para medir con precisión las propiedades ópticas de las células en cualquier citómetro de flujo. [12] [13] [14] El propósito del sistema fluídico es mover las células una por una a través del rayo láser y por todo el instrumento. Los fluídicos en un citómetro de flujo con capacidades de clasificación de células también utilizan la corriente para transportar células clasificadas a tubos de recolección o pozos. [12]

Enfoque hidrodinámico [ editar ]

Artículo principal: Enfoque hidrodinámico

Para el posicionamiento preciso de las células en un chorro de líquido, en la mayoría de los citómetros se utiliza el enfoque hidrodinámico. [12] [13] [14] Las células en suspensión entran en el instrumento encerradas por un fluido de vaina exterior. El núcleo de la muestra se mantiene en el centro del fluido de la vaina. La velocidad de entrada de la muestra o la rapidez con que fluyen las células a la interrogación con láser se puede controlar mediante la presión del fluido de la envoltura en el núcleo de la muestra. En condiciones óptimas, la corriente de fluido central y el fluido envolvente no se mezclan.

Enfoque hidrodinámico asistido por acústico [ editar ]

La tecnología de enfoque acústico se utiliza en algunos citómetros de flujo para apoyar el enfoque hidrodinámico. [12] [14] Las ondas acústicas (> 2 MHz) preenfocan la muestra antes de introducirla en el fluido envolvente. Luego, la muestra preenfocada se inyecta en el núcleo hidrodinámico y se hace fluir a través del instrumento. Esto puede ayudar a aumentar la precisión de los datos con altas tasas de entrada de muestras.

Óptica y electrónica [ editar ]

Filtros ópticos [ editar ]

La luz emitida por los fluoróforos se encuentra en un espectro de longitudes de onda, por lo que la combinación de varios fluoróforos puede causar superposición. Para agregar especificidad, se utilizan filtros ópticos y espejos dicroicos para filtrar y mover la luz a los detectores, como los tubos fotomultiplicadores (PMT) o los fotodiodos de avalancha (APD). [12] Los filtros ópticos están diseñados como filtros de paso de banda (BP), de paso largo (LP) o de paso corto (SP). La mayoría de los citómetros de flujo utilizan espejos dicroicos y filtros de paso de banda para seleccionar bandas específicas del espectro óptico.

Prismas, rejillas y citometría de flujo espectral [ editar ]

La citometría de flujo espectral utiliza prismas o rejillas de difracción para dispersar la luz emitida por un marcador a través de una matriz de detectores. [12] [15] Esto permite medir el espectro completo de cada partícula. Los espectros medidos de células individuales se desmezclan posteriormente utilizando espectros de referencia de todos los colorantes usados ​​y el espectro de autofluorescencia. Esto puede permitir un diseño de panel más amplio y la aplicación de nuevos marcadores biológicos.

Citometría de flujo de imágenes [ editar ]

La citometría de flujo de imágenes (IFC) captura imágenes multicanal de células. [12] [16] Los detectores utilizados en plataformas de imágenes pueden equiparse con un dispositivo de carga acoplada (CCD) o un semiconductor de óxido metálico complementario (CMOS) para capturar imágenes de células individuales.

Análisis de datos [ editar ]

Artículo principal: Bioinformática de citometría de flujo

Compensación [ editar ]

Artículo principal: Compensación (citometría)

Cada fluorocromo tiene un amplio espectro de fluorescencia. Cuando se usa más de un fluorocromo, puede ocurrir la superposición entre fluorocromos. Esta situación se denomina superposición de espectro. Esta situación debe superarse. Por ejemplo, el espectro de emisión para FITC y PE es que la luz emitida por la fluoresceína se superpone a la misma longitud de onda cuando pasa a través del filtro utilizado para PE. Esta superposición espectral se corrige eliminando una parte de la señal FITC de las señales PE o viceversa. Este proceso se llama compensación de color, que calcula un fluorocromo como porcentaje para medirse a sí mismo. [17]

La compensación es el proceso matemático mediante el cual se corrige la superposición espectral de datos citométricos de flujo multiparamétricos. Dado que los fluorocromos pueden tener un amplio espectro, pueden superponerse, provocando el resultado indeseable de confusión durante el análisis de los datos. Esta superposición, conocida como desbordamiento y cuantificada en el coeficiente de desbordamiento, suele ser causada por detectores de un determinado fluorocromo que miden un pico significativo en la longitud de onda de un fluorocromo diferente. El álgebra lineal se usa con mayor frecuencia para hacer esta corrección. [17]

En general, cuando se muestran gráficos de uno o más parámetros, es para mostrar que los otros parámetros no contribuyen a la distribución mostrada. Especialmente cuando se utilizan parámetros que son más del doble, este problema es más grave. Actualmente, no se han descubierto herramientas para mostrar parámetros multidimensionales de manera eficiente. La compensación es muy importante para ver la distinción entre celdas.

Análisis de una muestra marina de picoplancton fotosintético por citometría de flujo que muestra tres poblaciones diferentes ( Prochlorococcus , Synechococcus y picoeukaryotes )

Puerta [ editar ]

Los datos generados por los citómetros de flujo se pueden representar en una sola dimensión , para producir un histograma , o en gráficos de puntos bidimensionales, o incluso en tres dimensiones. Las regiones de estos gráficos se pueden separar secuencialmente, en función de la intensidad de la fluorescencia , mediante la creación de una serie de extracciones de subconjuntos, denominadas "puertas". Existen protocolos de activación específicos con fines diagnósticos y clínicos, especialmente en relación con la hematología . Las células individuales individuales a menudo se distinguen de los dobletes de células o agregados superiores por su "tiempo de vuelo" (también denominado "ancho de pulso") a través del rayo láser de enfoque estrecho [18]

Las gráficas se hacen a menudo en escalas logarítmicas. Debido a que los espectros de emisión de diferentes tintes fluorescentes se superponen, [19] [20] las señales en los detectores deben compensarse tanto electrónica como computacionalmente. Los datos acumulados con el citómetro de flujo se pueden analizar mediante software. Una vez que se recopilan los datos, no es necesario permanecer conectado al citómetro de flujo y el análisis se realiza con mayor frecuencia en una computadora separada. [ cita requerida ] Esto es especialmente necesario en las instalaciones centrales donde el uso de estas máquinas tiene una gran demanda. [ cita requerida ]

Análisis computacional [ editar ]

Los avances recientes en la identificación automatizada de poblaciones mediante métodos computacionales han ofrecido una alternativa a las estrategias tradicionales de activación. Los sistemas de identificación automatizados podrían ayudar potencialmente a encontrar poblaciones raras y ocultas. Los métodos automatizados representativos incluyen FLOCK [21] en Immunology Database and Analysis Portal (ImmPort), [22] SamSPECTRAL [23] y flowClust [24] [25] [26] en Bioconductor , y FLAME [27] en GenePattern. La incrustación de vecinos estocásticos distribuidos en T (tSNE) es un algoritmo diseñado para realizar la reducción de dimensionalidad, para permitir la visualización de datos multidimensionales complejos en un "mapa" bidimensional. [28] Los esfuerzos de colaboración han dado como resultado un proyecto abierto llamado FlowCAP (Citometría de flujo: Evaluación crítica de métodos de identificación de poblaciones, [29] ) para proporcionar una forma objetiva de comparar y evaluar los métodos de agrupación de datos de citometría de flujo, y también para establecer una guía sobre uso y aplicación apropiados de estos métodos.

Controles FMO [ editar ]

Fluorescence minus one (FMO) controls are important for data interpretation when building multi-color panels - in which a cell is stained with multiple fluorochromes simultaneously. FMO controls provide a measure of fluorescence spillover in a given channel and allow for compensation. To generate a FMO control, a sample is stained with all the fluorochromes except the one that is being tested - meaning if you are using 4 different fluorochromes your FMO control must contain only 3 of them (example: fluorochromes - A, B, C, D; FMOs - ABC_, AB_D, A_CD, _BCD).

Cell sorting by flow cytometry[edit]

Cell sorting is a method to purify cell populations based on the presence or absence of specific physical characteristics.[12][14][30] In flow cytometers with sorting capabilities, the instrument detects cells using parameters including cell size, morphology, and protein expression, and then droplet technology to sort cells and recover the subsets for post-experimental use.[12][14]

The first prototype sorter was built at the Los Alamos National Laboratory (LANL) in 1965 by physicist Mack J. Fulwyler by joining a Coulter volume sensor with the newly-invented ink jet printer.[31] Live cell cell sorter or fluorescence-activated cell sorter (FACS)[a] was generated by Len Herzenberg, who subsequently won the Kyoto Prize in 2006 for his seminal work.[33]

Cell Sorting Using Flow Cytometry and Droplet Technology

Flow cytometry cell sorters have a collection system unlike flow cytometry analyzers. The collection process starts when a sample is injected into a stream of sheath fluid that passes through the flow cell and laser intercepts.[34] The stream then carries the cell through a vibrating nozzle which generates droplets with most containing either one cell or no cells. An electrical charging ring is placed just at the point where the stream breaks into droplets and a charge is placed on the ring based immediately prior to fluorescence intensity being measured; the opposite charge is trapped on the droplet as it breaks from the stream and the droplets are therefore charged. The charged droplets then fall through an electrostatic deflection system that diverts droplets into containers based on their charge. In some systems, the charge is applied directly to the stream, and the droplet breaking off retains charge of the same sign as the stream. The stream is then returned to neutral after the droplet breaks off. After collecting, these cells can be further cultured, manipulated, and studied.

Labels[edit]

Use of flow cytometry to measure copy number variation of a specific DNA sequence (Flow-FISH)

Flow cytometry uses the light properties scattered from cells or particles for identification or quantitative measurement of physical properties. Labels, dyes, and stains can be used for multi-parametric analysis (understand more properties about a cell). Immunophenotyping is the analysis of heterogeneous populations of cells using labeled antibodies[35] and other fluorophore containing reagents such as dyes and stains.

Fluorescent labels[edit]

Main article: Fluorophore

A wide range of fluorophores can be used as labels in flow cytometry.[19] Fluorophores, or simply "fluors"[citation needed], are typically attached to an antibody that recognizes a target feature on or in the cell; they may also be attached to a chemical entity with affinity for the cell membrane or another cellular structure. Each fluorophore has a characteristic peak excitation and emission wavelength, and the emission spectra often overlap. Consequently, the combination of labels which can be used depends on the wavelength of the lamp(s) or laser(s) used to excite the fluorochromes and on the detectors available.[36] The maximum number of distinguishable fluorescent labels is thought to be 17 or 18, and this level of complexity necessitates laborious optimization to limit artifacts, as well as complex deconvolution algorithms to separate overlapping spectra.[37] Flow cytometry uses fluorescence as a quantitative tool; the utmost sensitivity of flow cytometry is unmatched by other fluorescent detection platforms such as confocal microscopy. Absolute fluorescence sensitivity is generally lower in confocal microscopy because out-of-focus signals are rejected by the confocal optical system and because the image is built up serially from individual measurements at every location across the cell, reducing the amount of time available to collect signal.[38]

Quantum dots[edit]

Quantum dots are sometimes used in place of traditional fluorophores because of their narrower emission peaks.

Isotope labeling[edit]

Main article: Mass cytometry

Mass cytometry overcomes the fluorescent labeling limit by utilizing lanthanide isotopes attached to antibodies. This method could theoretically allow the use of 40 to 60 distinguishable labels and has been demonstrated for 30 labels.[37] Mass cytometry is fundamentally different from flow cytometry: cells are introduced into a plasma, ionized, and associated isotopes are quantified via time-of-flight mass spectrometry. Although this method permits the use of a large number of labels, it currently has lower throughput capacity than flow cytometry. It also destroys the analysed cells, precluding their recovery by sorting.[37]

Cytometric bead array[edit]

In addition to the ability to label and identify individual cells via fluorescent antibodies, cellular products such as cytokines, proteins, and other factors may be measured as well. Similar to ELISA sandwich assays, cytometric bead array (CBA) assays use multiple bead populations typically differentiated by size and different levels of fluorescence intensity to distinguish multiple analytes in a single assay. The amount of the analyte captured is detected via a biotinylated antibody against a secondary epitope of the protein, followed by a streptavidin-R-phycoerythrin treatment. The fluorescent intensity of R-phycoerythrin on the beads is quantified on a flow cytometer equipped with a 488 nm excitation source. Concentrations of a protein of interest in the samples can be obtained by comparing the fluorescent signals to those of a standard curve generated from a serial dilution of a known concentration of the analyte. Commonly also referred to as cytokine bead array (CBA).

Impedance flow cytometry[edit]

Impedance-based single cell analysis systems are commonly known as Coulter counters. They represent a well-established method for counting and sizing virtually any kind of cells and particles. The label-free technology has recently been enhanced by a "lab-on-a-chip" based approach and by applying high frequency alternating current (AC) in the radio frequency range (from 100 kHz to 30 MHz) instead of a static direct current (DC) or low frequency AC field.[39][40] This patented technology allows a highly accurate cell analysis and provides additional information like membrane capacitance and viability. The relatively small size and robustness allow battery powered on-site use in the field.

Measurable parameters[edit]

  • Apoptosis (quantification, measurement of DNA degradation, mitochondrial membrane potential, permeability changes, caspase activity)
  • Cell adherence (for instance, pathogen-host cell adherence)
  • Cell pigments such as chlorophyll or phycoerythrin
  • Cell surface antigens (Cluster of differentiation (CD) markers)
  • Cell viability
  • Circulating tumor cells: isolation and purification
  • Characterising multidrug resistance (MDR) in cancer cells
  • Chromosome analysis and sorting (library construction, chromosome paint)
  • DNA copy number variation (by Flow-FISH or BACs-on-Beads technology)
  • Enzymatic activity
  • Glutathione
  • Intracellular antigens (various cytokines, secondary mediators, etc.)
  • Membrane fluidity
  • Monitoring electropermeabilization of cells
  • Nuclear antigens
  • Oxidative burst
  • pH, intracellular ionized calcium, magnesium, membrane potential
  • Protein expression and localization
  • Protein modifications, phospho-proteins
  • Scattering of light can be used to measure volume (by forward scatter) and morphological complexity (by side scatter) of cells or other particles, even those that are non-fluorescent. These are conventionally abbreviated as FSC and SSC respectively.
  • Total DNA content (cell cycle analysis, cell kinetics, proliferation, ploidy, aneuploidy, endoreduplication, etc.)
  • Total RNA content
  • Transgenic products in vivo, particularly the green fluorescent protein or related fluorescent proteins
  • Various combinations (DNA/surface antigens, etc.)

Applications[edit]

The technology has applications in a number of fields, including molecular biology, pathology, immunology, virology,[41] plant biology and marine biology.[42] It has broad application in medicine especially in transplantation, hematology, tumor immunology and chemotherapy, prenatal diagnosis, genetics and sperm sorting for sex preselection. Flow cytometry is widely applied to detect sperm cells abnormality associated with DNA fragmentation[43] in male fertility assays.[44] Also, it is extensively used in research for the detection of DNA damage,[45][46] caspase cleavage and apoptosis.[47] Photoacoustic flow cytometry is used in the study of multi-drug-resistant bacteria (most commonly MRSA) to detect, differentiate, and quantify bacteria in the blood marked with dyed bacteriophages.[48] In neuroscience, co-expression of cell surface and intracellular antigens can also be analyzed.[49] In microbiology, it can be used to screen and sort transposon mutant libraries constructed with a GFP-encoding transposon (TnMHA),[50] or to assess viability.[51] In protein engineering, flow cytometry is used in conjunction with yeast display and bacterial display to identify cell surface-displayed protein variants with desired properties. The main advantages of flow cytometry over histology and IHC is the possibility to precisely measure the quantities of antigens and the possibility to stain each cell with multiple antibodies-fluorophores, in current laboratories around 10 antibodies can be bound to each cell. This is much less than mass cytometer where up to 40 can be currently measured, but at a higher price and a slower pace.

Aquatic research[edit]

In aquatic systems, flow cytometry is used for the analysis of autofluorescing cells or cells that are fluorescently-labeled with added stains. This research started in 1981 when Clarice Yentsch used flow cytometry to measure the fluorescence in a red tide producing dinoflagellate.[52] The next year researchers published flow cytometric measurements of multiple algal species which could be distinguished based on their fluorescence characteristics.[53] By 1983, marine researchers were assembling their own flow cytometers[54] or using commercially available flow cytometers on seawater samples collected off Bermuda to demonstrate that phytoplankton cells could be distinguished from non-living material and that cyanobacteria could be sorted from a mixed community and subsequently cultured in the lab.[55] Flow cytometry also allowed marine researchers to distinguish between dimly-fluorescing Prochlorococcus and heterotrophic microorganisms, a distinction that is difficult with microscopy-based assessments.[56] Advances in technology now allow aquatic scientists to use flow cytometers continuously during research cruises[57] and flow cytometers are used to provide images of individual phytoplankton cells.[58][59] Marine scientists use the sorting ability of flow cytometers to make discrete measurements of cellular activity and diversity,[60][61] to conduct investigations into the mutualistic relationships between microorganisms that live in close proximity,[62] and to measure biogeochemical rates of multiple processes in the ocean.[63]

Cell proliferation assay[edit]

Cell proliferation is the major function in the immune system. Often it is required to analyse the proliferative nature of the cells in order to make some conclusions. One such assay to determine the cell proliferation is the tracking dye carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE). It helps to monitor proliferative cells. This assay gives quantitative as well as qualitative data during time-series experiments.[64] This dye binds covalently with the long-lived molecules present inside the cell. When the cells divide, the molecules divide too and, the daughter cells possess half the dye than the parent population. This decrease in the intensity can be visualized by flow cytometry.[65] In literature, this powerful technique of flow cytometry and CFSE has been used to find the efficiency of T-cells in killing the target cells in cancer such as leukemia. In order to visualize the target cell death, both rapid and slow, scientists have used CFSE labelling with antibody staining of certain kinds of cells and fluorescently labelled microbeads. This also gave information regarding the proliferation of the target cells upon the treatment of certain cytokines.[66]

See also[edit]

  • Annexin A5 affinity assay, a test for cells undergoing apoptosis, often uses flow cytometry
  • Cell cycle analysis
  • Coulter counter
  • Cytometry
  • Dielectrophoresis
  • Flow Cytometry Standard
  • Mass cytometry
  • Microfluorimetry
  • Viability assay

Notes[edit]

  1. ^ The acronym FACS is trademarked and owned by BD Biosciences-Immunocytometry Systems, a division of Becton-Dickinson, which licensed Stanford's patents.[30][32]

References[edit]

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External links[edit]

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