En biología, la fluidez de la membrana se refiere a la viscosidad de la bicapa lipídica de una membrana celular o una membrana lipídica sintética . El empaquetamiento de lípidos puede influir en la fluidez de la membrana. La viscosidad de la membrana puede afectar la rotación y difusión de proteínas y otras biomoléculas dentro de la membrana, afectando así las funciones de estas cosas. [1]
La fluidez de la membrana se ve afectada por los ácidos grasos. Más específicamente, si los ácidos grasos están saturados o insaturados tiene un efecto sobre la fluidez de la membrana. Los ácidos grasos saturados no tienen dobles enlaces en la cadena de hidrocarburos y la cantidad máxima de hidrógeno. La ausencia de dobles enlaces disminuye la fluidez, lo que hace que la membrana sea muy fuerte y apilada. Los ácidos grasos insaturados tienen al menos un doble enlace, lo que crea un "nudo" en la cadena. El doble enlace aumenta la fluidez. La fluidez de la membrana también se ve afectada por el colesterol. El colesterol puede hacer que la membrana celular sea fluida y rígida.
Factores que determinan la fluidez de la membrana
La fluidez de la membrana puede verse afectada por varios factores. [1] Una forma de aumentar la fluidez de la membrana es calentar la membrana. Los lípidos adquieren energía térmica cuando se calientan; los lípidos energéticos se mueven más, ordenándose y reorganizándose al azar, haciendo que la membrana sea más fluida. A bajas temperaturas, los lípidos se ordenan lateralmente y se organizan en la membrana, y las cadenas de lípidos se encuentran principalmente en la configuración todo trans y se compactan bien.
La temperatura de fusión de una membrana se define como la temperatura a través de la cual la membrana pasa de una organización similar a un cristal a una organización similar a un fluido, o viceversa. Esta transición de fase no es una transición de estado real, pero los dos niveles de organizaciones son muy similares a un estado sólido y líquido.
- : La membrana está en fase cristalina, el nivel de orden en la bicapa es alto y la fluidez es baja.
- : La membrana está en fase de cristal líquido, la membrana está menos ordenada y es más fluida. A 37 ° C, este es el estado de la membrana: la presencia de colesterol , sin embargo, permite la estabilización de la membrana y una organización más compacta.
La composición de una membrana también puede afectar su fluidez. Los fosfolípidos de la membrana incorporan ácidos grasos de diferente longitud y saturación . Los lípidos con cadenas más cortas son menos rígidos y menos viscosos porque son más susceptibles a los cambios en la energía cinética debido a su tamaño molecular más pequeño y tienen menos área de superficie para sufrir las fuerzas de Londres estabilizadoras con las cadenas hidrófobas vecinas. Las cadenas de lípidos con dobles enlaces carbono-carbono ( insaturadas ) son más rígidas que los lípidos saturados con hidrógenos, ya que los dobles enlaces no pueden girar libremente. Debido a esta rigidez, los dobles enlaces insaturados hacen que sea más difícil para los lípidos compactarse al formar torceduras en la cadena de hidrocarburos que de otro modo se enderezó. Si bien los lípidos individuales pueden ser más rígidos, las membranas hechas con tales lípidos son más fluidas y tienen puntos de fusión más bajos : se requiere menos energía térmica para lograr el mismo nivel de fluidez que las membranas hechas con lípidos con cadenas de hidrocarburos saturados. [1] Se sabe que la incorporación de lípidos particulares, como la esfingomielina , en las membranas lipídicas sintéticas endurece una membrana. Tales membranas se pueden describir como "en estado de vidrio, es decir, rígidas pero sin orden cristalino". [2]
El colesterol actúa como un regulador bidireccional de la fluidez de la membrana porque a altas temperaturas estabiliza la membrana y eleva su punto de fusión, mientras que a bajas temperaturas se intercala entre los fosfolípidos y evita que se agrupen y endurezcan. También se sabe que algunos fármacos, como losartán , alteran la viscosidad de la membrana. [2] Otra forma de cambiar la fluidez de la membrana es cambiar la presión. [1] En el laboratorio, las bicapas y monocapas lipídicas soportadas pueden fabricarse artificialmente. En tales casos, todavía se puede hablar de fluidez de membrana. Estas membranas están sostenidas por una superficie plana, por ejemplo, el fondo de una caja. La fluidez de estas membranas se puede controlar mediante la presión lateral aplicada, por ejemplo, por las paredes laterales de una caja.
Heterogeneidad en la propiedad física de la membrana
En las membranas lipídicas modelo pueden coexistir dominios lipídicos discretos con diferente composición y, por tanto, la fluidez de la membrana; esto se puede observar usando microscopía de fluorescencia . [2] Se supone que el análogo biológico, ' balsa de lípidos ', existe en las membranas celulares y realiza funciones biológicas. [3] Además, una capa de lípidos anular estrecha de lípidos de membrana en contacto con proteínas de membrana integrales tiene baja fluidez en comparación con los lípidos a granel en las membranas biológicas , ya que estas moléculas de lípidos permanecen adheridas a la superficie de las macromoléculas de proteínas .
Métodos de medición
La fluidez de la membrana se puede medir con resonancia de espín electrónico , fluorescencia , espectroscopía de fuerza basada en microscopía de fuerza atómica o espectroscopía de resonancia magnética nuclear de deuterio . Las mediciones de resonancia de espín electrónico implican observar el comportamiento de la sonda de espín en la membrana. Los experimentos de fluorescencia implican la observación de sondas fluorescentes incorporadas en la membrana. Los experimentos de microscopía de fuerza atómica pueden medir la fluidez en parches sintéticos [4] o aislados de membranas nativas. [5] La espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio en estado sólido implica la observación de lípidos deuterados. [1] Las técnicas son complementarias en el sentido de que operan en diferentes escalas de tiempo.
La fluidez de la membrana se puede describir mediante dos tipos diferentes de movimiento: rotacional y lateral. En la resonancia de espín de electrones, el tiempo de correlación rotacional de las sondas de espín se utiliza para caracterizar cuánta restricción impone la membrana a la sonda. En fluorescencia, se puede utilizar la anisotropía en estado estacionario de la sonda, además del tiempo de correlación de rotación de la sonda fluorescente. [1] Las sondas fluorescentes muestran un grado variable de preferencia por estar en un entorno de movimiento restringido. En membranas heterogéneas, algunas sondas solo se encontrarán en regiones de mayor fluidez de membrana, mientras que otras solo se encontrarán en regiones de menor fluidez de membrana. [6] La preferencia de partición de las sondas también puede ser un indicador de la fluidez de la membrana. En la espectroscopia de resonancia magnética nuclear de deuterio, la orientación media del enlace carbono-deuterio del lípido deuterado da lugar a características espectroscópicas específicas. Las tres técnicas pueden dar alguna medida de la orientación promediada en el tiempo de la molécula relevante (sonda), que es indicativa de la dinámica de rotación de la molécula. [1]
El movimiento lateral de las moléculas dentro de la membrana se puede medir mediante una serie de técnicas de fluorescencia: la recuperación de la fluorescencia después del fotoblanqueo implica el fotoblanqueo de una membrana etiquetada uniformemente con un rayo láser intenso y medir el tiempo que tardan las sondas fluorescentes en volver a difundirse en la mancha fotoblanqueada. [1] La espectroscopía de correlación de fluorescencia monitorea las fluctuaciones en la intensidad de la fluorescencia medida desde un pequeño número de sondas en un espacio pequeño. Estas fluctuaciones se ven afectadas por el modo de difusión lateral de la sonda. El rastreo de una sola partícula implica seguir la trayectoria de moléculas fluorescentes o partículas de oro adheridas a una biomolécula y aplicar análisis estadístico para extraer información sobre la difusión lateral de la partícula rastreada. [7]
Biomembranas deficientes en fosfolípidos
Un estudio de los anchos de línea central de los espectros de resonancia de espín de electrones de las membranas de tilacoides y las dispersiones acuosas de sus lípidos extraídos totales , marcados con una etiqueta de espín de ácido esteárico (que tiene un resto de espín o doxilo en los carbonos 5,7,9,12,13,14 y 16º con referencia al grupo carbonilo), revela un gradiente de fluidez . La disminución del ancho de línea de los carbonos 5 a 16 representa un grado creciente de libertad de movimiento ( gradiente de fluidez ) desde el lado del grupo de cabeza hasta el terminal metil en ambas membranas nativas y su extracto lipídico acuoso (una estructura liposomal multilaminar, típica de la organización de bicapas lipídicas ). Este patrón apunta a la similitud de la organización de la bicapa lipídica tanto en las membranas nativas como en los liposomas . Esta observación es fundamental, ya que las membranas tilacoides que comprenden en gran parte galactolípidos contienen sólo un 10% de fosfolípidos , a diferencia de otras membranas biológicas que consisten principalmente en fosfolípidos. Las proteínas en las membranas tilacoides del cloroplasto , aparentemente, restringen la movilidad segmentaria de la cadena de acilo graso de lípidos desde el 9º al 16º carbonos en comparación con sus homólogos liposomales. Sorprendentemente, las cadenas de acilo graso liposómico están más restringidas en las posiciones del carbono 5 y 7 en comparación con estas posiciones en las membranas tilacoides. Esto es explicable debido al efecto de restricción de movimiento en estas posiciones, debido al impedimento estérico por grandes grupos de cabezas de clorofila , especialmente en los liposomas. Sin embargo, en las membranas de tilacoides nativas, las clorofilas se complejan principalmente con proteínas como complejos captadores de luz y pueden no estar libres en gran medida para restringir la fluidez de los lípidos, como tales. [8]
Coeficientes de difusión
Los coeficientes de difusión de los análogos de lípidos fluorescentes son de aproximadamente 10-8 cm 2 / s en las membranas lipídicas fluidas. En membranas lipídicas de gel y biomembranas naturales, los coeficientes de difusión son aproximadamente de 10-11 cm 2 / sa 10-9 cm 2 / s. [1]
Membranas lipídicas cargadas
La fusión de las membranas lipídicas cargadas, como el 1,2-dimiristoil-sn-glicero-3-fosfoglicerol, puede tener lugar en un amplio intervalo de temperaturas. Dentro de este rango de temperaturas, estas membranas se vuelven muy viscosas. [2]
Relevancia biológica
Se sabe que los microorganismos sometidos a estrés térmico alteran la composición lipídica de su membrana celular (ver adaptación homeoviscosa ). Esta es una forma en que pueden ajustar la fluidez de su membrana en respuesta a su entorno. [1] Se sabe que la fluidez de la membrana afecta la función de las biomoléculas que residen dentro o están asociadas con la estructura de la membrana. Por ejemplo, la unión de algunas proteínas periféricas depende de la fluidez de la membrana. [9] La difusión lateral (dentro de la matriz de la membrana) de las enzimas relacionadas con la membrana puede afectar las velocidades de reacción. [1] En consecuencia, las funciones dependientes de la membrana, como la fagocitosis y la señalización celular , pueden ser reguladas por la fluidez de la membrana celular. [10]
Ver también
- Concha lipídica anular
- Adaptación homeoviscosa
- Bicapa lipídica
- Comportamiento de la fase de la bicapa lipídica
- Liposoma
- Modelo Saffman – Delbrück
Referencias
- ^ a b c d e f g h i j k Gennis, RB (1989) Biomembranas: estructura y función molecular . Springer, ISBN 0387967605 .
- ^ a b c d Heimburg, T. (2007) Biofísica térmica de membranas . Wiley-VCH, ISBN 3527404716 .
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