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Catecol oxidasa
Identificadores
CE no.1.10.3.1
No CAS.9002-10-2
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MetaCyccamino metabólico
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Catecol oxidasa es un cobre oxidasa que contiene una di-cobre tipo 3 cofactor y cataliza la oxidación de orto difenoles en orto- quinonas , junto con la reducción de oxígeno molecular para agua. Está presente en una variedad de especies de plantas y hongos, incluyendo Ipomoea batatas ( batata ) [1] y Camellia sinensis (hoja de té de la India). [2] Las metaloenzimas con centros de cobre de tipo 3 se caracterizan por su capacidad para unir dioxígeno de forma reversible en condiciones ambientales. [3]En las plantas, la catecol oxidasa juega un papel clave en el pardeamiento enzimático al catalizar la oxidación de catecol a o-quinona en presencia de oxígeno, que puede polimerizar rápidamente para formar la melanina que otorga a los frutos dañados su coloración marrón oscuro.

Función biológica [ editar ]

Reacción general catalizada por la catecol oxidasa: producción de dos o-quinonas y 2 moléculas de agua a partir de dos moléculas de catecol y una molécula de dioxígeno.

Las polifenol oxidasas son una familia de metaloenzimas de cobre que incluyen tirosinasa y catecol oxidasa. [4] En las plantas, ambas enzimas pueden catalizar la oxidación de sustratos de orto-difenoles en sus correspondientes orto-quinonas. La diferencia clave entre las dos enzimas relacionadas es que la tirosinasa puede catalizar la hidroxilación de monofenoles a difenoles (actividad monofenolasa) así como la oxidación del o-difenol a o-quinona (actividad difenolasa) mientras que la catecol oxidasa solo posee actividad difenolasa. [5]

Cuando se daña el tejido de la planta, el cloroplasto puede romperse y liberar catecol oxidasa en el citoplasma de la planta, y las vacuolas también pueden romperse, liberando catecol almacenado en el citoplasma. El daño tisular también permite que el oxígeno penetre en la célula. Por tanto, el daño tisular facilita la interacción de la catecol oxidasa con su sustrato para producir o-benzoquinona, que puede polimerizar de forma no enzimática para producir melaninas que forman una barrera insoluble para la protección de heridas. [6]

Procesamiento proteolítico [ editar ]

La catecol oxidasa está codificada en el núcleo y su extremo N-terminal contiene un péptido señal que dirige la proteína al lumen tilacoide del cloroplasto , donde puede ser soluble o estar débilmente asociado con la membrana tilacoide. [7] Inicialmente transcrito como una proenzima , el precursor de la catecol oxidasa se somete a dos rondas de procesamiento y transporte proteolítico antes de entrar en la luz del tilacoide.

Utilizando una proteína precursora marcada con [ 35 S] metionina, Sommer et al. dilucidó una vía de procesamiento proteolítico común a una variedad de plantas que incluyen guisantes ( Pisum sativum ), tomate ( Lycopersicon esculentum ) y maíz ( Zea mays ). [8] El precursor de 67 kD se importó al estroma de una manera dependiente de ATP donde una peptidasa estromal procesa el precursor en un intermedio de 62 kD. La translocación de este intermedio en el lumen tilacoide era dependiente de la luz y da como resultado la generación de la enzima madura de 59 kD. [9] Basado en el análisis del precursor y la catecol oxidasa madura purificada deIpomoea batatas , el procesamiento proteolítico elimina tanto el péptido de tránsito N-terminal como un dominio C-terminal que cubre el sitio activo de la enzima. [10]

Estructura de la enzima [ editar ]

El sitio activo reducido (Cu (I) -Cu (I)) y nativo (Cu (II) -Cu (II)) catecol oxidasa di-cobre de la estructura cristalina de Ipomoea batata (PDB: 1BT1, 1BT2).

La estructura cristalina de la catecol oxidasa purificada de Ipomoea batatas se ha resuelto en su forma activa tanto en el estado Cu (II) -Cu (II) oxidado como en el estado Cu (I) -Cu (I) reducido. [11] Es una enzima monomérica globular de dominio único que tiene aproximadamente 55 por 45 por 45 Å de tamaño y forma elipsoide. Un paquete de cuatro hélices α comprende el núcleo de la enzima, que rodea el sitio activo que contiene el centro del dicopper. [12] Los nitrógenos en las cadenas laterales de imidazol de His88, His109 e His118 se coordinan con el primer cobre catalítico, mientras que los nitrógenos de las cadenas laterales de imidazol en His240, His244 e His274 se coordinan con el segundo ión de cobre catalítico. En el estado de Cu (II) -Cu (II) oxidado, cada ión de cobre posee una geometría piramidal trigonal de cuatro coordenadas, con los tres residuos de histidina y una molécula de hidróxido de puente formando los cuatro ligandos en cada ión de cobre. Al comparar el estado reducido (Cu (I) -Cu (I)) con el estado nativo (Cu (II) -Cu (II)) de la enzima, la diferencia clave es la distancia entre los dos centros de cobre. En el estado de Cu (II) -Cu (II) oxidado, la distancia Cu-Cu es de 3,3 Å, mientras que en el estado reducido de Cu (I) -Cu (I), la distancia aumenta a 4,4 Å. [1]

Si bien el sitio activo tanto de la tirosinasa como de la catecol oxidasa contiene el centro de di-cobre, las variaciones en la estructura respectiva de cada enzima dan como resultado una actividad diferente. En la catecol oxidasa, una cadena lateral de fenilalanina (Phe261) está por encima de uno de los centros de cobre y evita que el sustrato se coordine con ambos iones de cobre en el sitio activo. Esto excluye el complejo de coordinación bidentado necesario para la hidroxilación de difenolato característica de la tirosinasa pero ausente en la catecol oxidasa. [13] Además, His109 unido a uno de los centros de cobre también está unido covalentemente con Cys192 a través de un puente de tioéter . [14] Esta reticulación de cisteína-histidina puede impedir además que el sitio activo de la enzima asuma que el complejo de coordinación bidentado se forma fácilmente en la tirosinasa.

Ciclo y mecanismo catalítico [ editar ]

Propuesta de ciclo catalítico de catecol oxidasa purificada de Ipomoea batata .

Aunque se ha resuelto una estructura cristalina de la catecol oxidasa, quedan dudas sobre el mecanismo exacto de la reacción. Un mecanismo propuesto por Eicken et al. se basa en la estructura cristalina de la catecol oxidasa purificada de Ipomoea batatas . [11] El ciclo catalítico comienza con la catecol oxidasa en su estado nativo -Cu oxidado Cu (II) (II) con un ion hidróxido coordinada puente los dos centros de cobre. Cuando el catecol ingresa al sitio activo, se extrae un protón de uno de los alcoholes. El catecol se coordina con un centro de Cu (II) de forma monodentada, desplazando uno de los residuos de histidina coordinadores. El ion hidróxido coordinado extrae otro protón del catecol para formar agua, y el catecol se oxida a o-quinona. Los dos electrones resultantes reducen ambos centros de cobre a su estado Cu (I) -Cu (I). Luego, el dioxígeno se une a un centro de cobre, desplazando la molécula de agua coordinada, y otra molécula de catecol se une al otro centro de cobre, desplazando otro residuo de histidina. Esto forma un complejo en el que un centro de cobre tiene una coordinación plana tetragonal con His240, His244 y la molécula de dioxígeno. El otro centro de cobre conserva su geometría piramidal tetragonal inicial con dioxígeno, His88 y His118 en las posiciones ecuatoriales,e His109 en posición axial.[3] En este estado, el sitio activo de la enzima se encuentra en uncomplejoternario de catecol oxidasa – O 2 2– –catecol. Se transfieren dos electrones del sustrato al dioxígeno, seguido de la ruptura del enlace O – O. Se libera agua y se forma el segundo producto de o-quinona junto con la restauración del estado inicial Cu (II) -Cu (II) para completar el ciclo catalítico. [15]

Este ciclo catalítico propuesto está respaldado por la observación experimental de que se forman cantidades estequiométricas de o-quinona después de la adición de catecol a la enzima, incluso cuando no hay dioxígeno. [15] Además, tanto el estado de Cu (II) -Cu (II) oxidado como el estado reducido de Cu (I) -Cu (I) fueron los dos estados identificados por la estructura cristalina de Ipomoea batatas . La unión monodentada de catecol al centro de cobre estaba respaldada por la estructura cristalina de la catecol oxidasa unida con el inhibidor análogo del sustrato unido feniltiourea , que también se une al centro de cobre de forma monodentada. [11]Sin embargo, un problema con este ciclo catalítico es que la carga del sitio activo cambia durante el ciclo catalítico de +1 a +3. Esto requiere la presencia de bases cercanas que puedan almacenar los protones; sin embargo, la estructura cristalina de rayos X no indica la presencia de tales bases, ya que los residuos de histidina están coordinados con los centros de cobre. [16] Se han propuesto otros ciclos catalíticos aclarados con cálculos de DFT y estructuras cristalinas que mantienen la misma carga en el sitio activo durante todo el ciclo y, por lo tanto, no requieren bases cercanas. [15] [16]Sin embargo, ciertos intermedios en el ciclo propuesto no son consistentes con hallazgos experimentales tales como que se pueden formar cantidades estequiométricas de o-quinona después de la adición de catecol en ausencia de oxígeno. [dieciséis]

Relevancia económica e industrial [ editar ]

La oxidación de los sustratos de fenol a sus correspondientes quinonas es la causa principal del pardeamiento de frutas y verduras durante la maduración, manipulación y procesamiento. [17] El pardeamiento enzimático afecta la calidad nutricional y la apariencia de frutas y productos. Se estima que más de la mitad de las pérdidas de frutos ocurren como resultado del pardeamiento enzimático, y los productos tropicales son particularmente vulnerables a esta reacción. [6] La pérdida de nutrientes puede ocurrir debido a la interacción de las quinonas, producidas por la oxidación de los difenoles, con las cadenas laterales de los aminoácidos esenciales derivados de las proteínas vegetales. En particular, tiol y aminaLos grupos funcionales de las cadenas laterales de los aminoácidos son muy susceptibles a la unión y alquilación de quinonas. [18] El papel clave de la catecol oxidasa en el pardeamiento enzimático lo convierte en un objetivo común de inhibición. Si bien existen varias estrategias inhibitorias, como tratamientos a alta temperatura (70-90 ° C) para eliminar la actividad catalítica de la catecol oxidasa, [6] una estrategia popular es disminuir el pH con ácido cítrico.. La catecol oxidasa es más catalíticamente activa en el rango de pH 4-8 debido a la coordinación de los residuos de histidina con los centros catalíticos de cobre. El uso de ácidos como el ácido cítrico para disminuir el pH por debajo de este rango óptimo disminuye la unión de la enzima al cobre de su sitio activo porque la protonación de los residuos de histidina interfiere con su capacidad para coordinarse con los centros de cobre. [19]

Enzimas artificiales [ editar ]

Los nuevos enfoques para diseñar enzimas artificiales basadas en aminoácidos o péptidos como restos moleculares característicos han llevado a una expansión significativa del campo de las enzimas artificiales o imitadores de enzimas. Los resultados recientes del grupo de Rob Liskamp han demostrado que los residuos de histidina andamios pueden usarse como imitadores de ciertas metaloproteínas y enzimas. El mimetismo estructural de ciertas proteínas de cobre (p. Ej. , Hemocianina , tirosinasay catecol oxidasa), que contiene sitios de unión de cobre de tipo 3. Esta es una mejora significativa, ya que el uso de residuos de histidina andamios está un paso más cerca del mimetismo de enzimas por especies biológicamente relevantes. [20]

Referencias [ editar ]

  1. ↑ a b Gerdemann C, Eicken C, Krebs B (marzo de 2002). "La estructura cristalina de la catecol oxidasa: nueva información sobre la función de las proteínas de cobre de tipo 3". Cuentas de Investigación Química . 35 (3): 183–91. doi : 10.1021 / ar990019a . PMID  11900522 .
  2. ^ Halder J, Tamuli P, Bhaduri A (1998). "Aislamiento y caracterización de polifenol oxidasa de hoja de té indio (Camellia sinensis)". La Revista de Bioquímica Nutricional . 9 (2): 75–80. doi : 10.1016 / s0955-2863 (97) 00170-8 .
  3. ↑ a b Koval IA, Gamez P, Belle C, Selmeczi K, Reedijk J (septiembre de 2006). "Modelos sintéticos del sitio activo de la catecol oxidasa: estudios mecanicistas". Reseñas de la Sociedad Química . 35 (9): 814–40. doi : 10.1039 / b516250p . PMID 16936929 . 
  4. ^ Dey SK, Mukherjee A (2016). "Catecol oxidasa y fenoxazinona sintasa: modelos funcionales biomiméticos y estudios mecanicistas". Revisiones de química de coordinación . 310 : 80-115. doi : 10.1016 / j.ccr.2015.11.002 .
  5. ^ Gerdemann C, Eicken C, Magrini A, Meyer HE, Rompel A, Spener F, Krebs B (julio de 2001). "Las isoenzimas de la catecol oxidasa de Ipomoea batatas difieren en la actividad similar a la catalasa". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Estructura de proteínas y enzimología molecular . 1548 (1): 94-105. doi : 10.1016 / s0167-4838 (01) 00219-9 . PMID 11451442 . 
  6. ↑ a b c Queiroz C, Lopes ML, Fialho E, Valente-Mesquita VL (2008). "Polifenol oxidasa: características y mecanismos de control del pardeamiento". Food Reviews International . 24 (4): 361–375. doi : 10.1080 / 87559120802089332 .
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  19. ^ Yoruk R, Marshall MR (noviembre de 2003). "Propiedades fisicoquímicas y función de la polifenol oxidasa vegetal: una revisión". Revista de bioquímica alimentaria . 27 (5): 361–422. doi : 10.1111 / j.1745-4514.2003.tb00289.x .
  20. ^ Albada HB, Soulimani F, Weckhuysen BM , Liskamp RM (diciembre de 2007). "Aminoácidos andamios como una imitación estructural cercana de los sitios de unión de cobre de tipo 3". Chemical Communications (Cambridge, Inglaterra) (46): 4895–7. doi : 10.1039 / B709400K . PMID 18361361 . 

Enlaces externos [ editar ]

  • Catecol + oxidasa en los encabezados de temas médicos (MeSH) de la Biblioteca Nacional de Medicina de EE. UU .