El parvovirus porcino (PPV), un virus de la especie Ungulate protoparvovirus 1 del género Protoparvovirus de la familia de virus Parvoviridae , [3] causa insuficiencia reproductiva de los cerdos caracterizada por infección embrionaria y fetal y muerte, generalmente en ausencia de signos clínicos maternos externos . La enfermedad se desarrolla principalmente cuando las madres seronegativas se exponen oronasalmente al virus en cualquier momento durante aproximadamente la primera mitad de la gestación , y los conceptos se infectan posteriormente por vía transplacentaria antes de volverse inmunocompetentes.. No hay evidencia definitiva de que la infección porcina fuera de la gestación tenga alguna importancia clínica o económica. El virus es omnipresente entre los cerdos de todo el mundo y es enzoótico en la mayoría de los rebaños que se han probado. Las encuestas de diagnóstico han indicado que el VPP es la principal causa infecciosa de muerte embrionaria y fetal. [4] [5] [6] [7] [8] Además de su papel causal directo en la insuficiencia reproductiva, el VPP puede potenciar los efectos de la infección por circovirus porcino tipo II (PCV2) en el curso clínico del síndrome de emaciación multisistémica posterior al destete ( PMWS). [9] [10]
Protoparvovirus ungulado 1 | |
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Clasificación de virus | |
(no clasificado): | Virus |
Reino : | Monodnaviria |
Reino: | Shotokuvirae |
Filo: | Cossaviricota |
Clase: | Quintoviricetes |
Pedido: | Piccovirales |
Familia: | Parvoviridae |
Género: | Protoparvovirus |
Especies: | Protoparvovirus ungulado 1 |
Virus de miembros [1] | |
Parvovirus porcino | |
Sinónimos [2] | |
Parvovirus porcino |
Signos y síntomas
La infección aguda de cerdos posnatales, incluidas las hembras preñadas que posteriormente desarrollan insuficiencia reproductiva, suele ser subclínica. [11] [12] [13] [14] [15] [16] Sin embargo, en cerdos jóvenes y probablemente también en reproductores más viejos, el virus se replica ampliamente y se encuentra en muchos tejidos y órganos con un índice mitótico alto . El antígeno viral se concentra especialmente en los tejidos linfoides [13] [14] (Fig. 3A, B). Muchos cerdos, independientemente de su edad o sexo, tienen una leucopenia transitoria, generalmente leve, en algún momento dentro de los 10 días posteriores a la exposición inicial al virus. [11] [17] [15] [16] Se han identificado PPV y otros virus estructuralmente similares en las heces de cerdos con diarrea. [18] [19] Sin embargo, no hay evidencia experimental que sugiera que el PPV se replica extensamente en el epitelio de la cripta intestinal o cause enfermedad entérica como lo hacen los parvovirus de varias otras especies. [13] [20] El VPP también se ha aislado de cerdos con lesiones descritas como vesículas. El papel causal del VPP en tales lesiones no se ha definido claramente. [21]
La respuesta clínica principal y, por lo general, única a la infección por VPP es la insuficiencia reproductiva materna. Las secuelas patológicas dependen principalmente de cuándo ocurre la exposición durante la gestación. Las madres pueden volver al estro, no dar a luz a pesar de estar anestro, dar a luz pocos cerdos por camada o dar a luz una gran proporción de fetos momificados. Todos pueden reflejar muerte embrionaria, fetal o ambas. El único signo externo puede ser una disminución de la circunferencia del abdomen materno cuando los fetos mueren en la midgestation o más tarde y se reabsorben los líquidos asociados. Otras manifestaciones de insuficiencia reproductiva materna, a saber, infertilidad, aborto, muerte fetal, muerte neonatal y vitalidad neonatal reducida, también se han atribuido a la infección por PPV. [4] [22] [23] [24] [25] Normalmente, estos son solo un componente menor de la enfermedad. La presencia de fetos momificados en una camada puede prolongar tanto la gestación [24] como el intervalo entre partos. [26] Cualquiera puede resultar en la muerte fetal de los compañeros de camada aparentemente normales, estén o no infectados.
No hay evidencia de que la infección por PPV altere la fertilidad o la libido de los verracos. [27] [28]
Causa
El PPV se clasifica en el género Parvovirus (latín parvus = pequeño) de la familia Parvoviridae . [29] [30] Se ha encontrado que todos los aislamientos de PPV que se han comparado son antigénicamente similares, si no idénticos. [31] [11] [32] [12] [33] El VPP también está relacionado antigénicamente con varios otros miembros del género. [34] [35] [36] Sin embargo, su identidad se puede establecer mediante pruebas serológicas relativamente estrictas, como la neutralización del virus (NV) y la inhibición de la hemaglutinación (HI).
Propiedades biofísicas y bioquímicas
Las propiedades biofísicas y bioquímicas del VPP se han estudiado ampliamente [29] [37] [38] y se resumen a continuación. Un virión maduro tiene simetría cúbica, dos o tres proteínas de la cápside, un diámetro de aproximadamente 20 nm, 32 capsómeros, sin envoltura ni lípidos esenciales y un peso de 5,3 × 10 6 daltons . El genoma viral es ácido desoxirribonucleico (ADN) monocatenario con un peso molecular de 1,4 × 10 6 (es decir, aproximadamente el 26,5% del peso del virión completo). Las densidades de flotación (g / ml en cloruro de cesio) de viriones infecciosos completos, viriones "vacíos" incompletos y ADN de virión extraído son 1,38–1,395, 1,30–1,315 y 1,724, respectivamente. La infectividad viral , la actividad hemaglutinante y la antigenicidad son notablemente resistentes al calor, una amplia gama de concentraciones de iones de hidrógeno y enzimas .
Replicación
La replicación de PPV in vitro es citocida y se caracteriza por "redondeo", picnosis y lisis de células (Fig. 1A). Muchos de los fragmentos de células a menudo permanecen adheridos, lo que finalmente le da al cultivo afectado una apariencia irregular. Se desarrollan inclusiones intranucleares [31], pero a menudo se distribuyen de forma escasa. [39] Los cultivos infectados pueden hemadsorber ligeramente [31] (Fig. 1B). Los cambios citopáticos son importantes cuando el virus adaptado al cultivo celular se propaga en condiciones apropiadas. Sin embargo, en el aislamiento inicial pueden ser necesarios varios pases seriados del virus [31] o, mejor, el cultivo infectado antes de que se reconozcan los efectos. El uso de microscopía de inmunofluorescencia (IF) aumenta en gran medida la probabilidad de detectar cultivos mínimamente infectados. [40] [41]
Los cultivos primarios y secundarios de células renales porcinas fetales o neonatales se utilizan con mayor frecuencia para la propagación y titulación del PPV, aunque también son susceptibles otros tipos de cultivos. [42] La replicación aumenta con la infección de cultivos mitóticamente activos. [31] [43] [44] [45] Muchas células en dichos cultivos se encuentran en la fase S (es decir, la fase de síntesis de ADN) de su ciclo celular, donde están disponibles las ADN polimerasas de origen celular necesarias para la replicación viral. [46] [47] [48]
Si se incorpora suero bovino fetal o adulto en el medio nutritivo de los cultivos celulares utilizados para propagar el VPP, se debe realizar una prueba previa para detectar inhibidores virales. [49] [50] [51] Lo mismo puede aplicarse a los sueros de varias otras especies. [52] Debido a que la replicación del VPP se ve afectada por la actividad mitótica, el efecto del suero en las células también es especialmente importante. Además, los cultivos deben someterse a pruebas previas para detectar la contaminación por PPV. [40] [41] En ocasiones, los cultivos se preparan sin saberlo a partir de tejidos infectados de cerdos fetales [41] y posnatales [31] [53] [54] [55] . Además, el PPV puede introducirse accidentalmente en cultivos de varias formas [56], incluido el uso de tripsina contaminada. [57] [58] Si se detecta contaminación antes de que todas las células estén infectadas, el virus puede eliminarse subcultivando repetidamente las células en presencia de un medio nutritivo que contenga antisuero PPV. [59]
Varios investigadores han utilizado la microscopía de FI para seguir el desarrollo de PPV en cultivos celulares. [31] [40] [60] [61] [62] En general, la secuencia de eventos es la siguiente. El antígeno viral se detecta en el citoplasma de las células poco después de la infección si el inóculo contiene un título alto de virus y antígeno viral. La mayor parte, si no toda, de esta fluorescencia citoplásmica temprana es el resultado del antígeno fagocitado del inóculo. [60] [63] Mediante exámenes secuenciales, dicho antígeno puede demostrarse primero en la superficie externa de la membrana citoplasmática y luego dentro del citoplasma, a menudo relativamente concentrado en una ubicación yuxtanuclear. La primera evidencia inequívoca de replicación viral es la aparición de antígeno viral naciente en el núcleo (Fig. 2A). En al menos algunas células infectadas, el antígeno naciente aparece a continuación en el citoplasma en cantidad suficiente para que tanto el citoplasma como el núcleo sean intensamente fluorescentes. Las células infectadas que se observan comúnmente en el pulmón de los fetos que desarrollan un título alto de anticuerpos para PPV probablemente representan esta etapa de replicación (ver Fig. 8C). Posteriormente, las células afectadas se redondean, se vuelven picnóticas y se desintegran con la liberación del virus y el antígeno viral (Fig. 2B). Otras células del cultivo que no se encuentran en la etapa apropiada para soportar la replicación viral continúan fagocitándose y acumulando antígeno viral en su citoplasma (Fig. 2C). Puede inducirse una segunda ola de replicación viral si estas células se estimulan para que entren en la fase S del ciclo celular como, por ejemplo, mediante la adición de medio de cultivo fresco.
Hemaglutinación
El PPV aglutina eritrocitos de humanos, monos, cobayas, gatos, pollos, ratas y ratones . Los eritrocitos de otros tipos de animales que se han probado son relativamente o completamente insensibles, o los resultados han sido equívocos. [31] [32] [43] [45] [60] [64] Varios parámetros de la prueba de hemaglutinación (HA), como la temperatura de incubación, [43] [60] la especie de eritrocito utilizada y en el En el caso de los eritrocitos de pollo, la composición genética [31] [33] [51] y la edad [32] del donante pueden afectar cuantitativamente los resultados. La prueba de HA se realiza con mayor frecuencia a temperatura ambiente, a pH aproximadamente neutro y con eritrocitos de cobaya. Se han registrado títulos de HA más altos cuando el diluyente utilizado en la prueba era tampón veronal en lugar de solución salina tamponada con fosfato. [33] La elución del virus (la hemaglutinina es parte del virión) se puede inducir suspendiendo los eritrocitos en un tampón alcalino, pH 9. [45]
Titulaciones de infectividad
Las valoraciones de la infectividad se realizan de manera estándar, excepto que, debido a que los cambios citopáticos en las diluciones terminales a menudo son vagos, los criterios de valoración de la infectividad a menudo se determinan examinando los cultivos celulares en busca de inclusiones intranucleares después de la tinción adecuada o examinando el medio de cultivo celular en busca de hemaglutinina viral. [31] También se ha descrito un procedimiento de titulación en el que las células infectadas se hacen evidentes mediante microscopía IF [60] y un ensayo de placa [65] .
Serológico
Pruebas La prueba HI se utiliza con frecuencia para la detección y cuantificación de anticuerpos humorales para PPV. A veces, el anticuerpo puede detectarse tan pronto como 5 días después de que los cerdos se exponen al virus vivo, y puede persistir durante años. [12] Los sueros examinados por la prueba de HI generalmente se tratan previamente mediante inactivación por calor (56 ° C, 30 minutos) y por adsorción con eritrocitos (para eliminar las hemaglutininas naturales) y caolín (para eliminar o reducir los inhibidores de HA que no son anticuerpos). [32] [60] La tripsina también se ha utilizado para eliminar inhibidores de HA que no son anticuerpos. [31] Los parámetros de la prueba HI se han estudiado en detalle. [66] [67]
La prueba SN se utiliza ocasionalmente para la detección y cuantificación de anticuerpos humorales para PPV. La neutralización de la infectividad suele confirmarse por la ausencia o reducción de inclusiones intranucleares o células fluorescentes en cultivos o de hemaglutinina viral en el medio de cultivo. [50] [60] [68] Se ha informado que la prueba SN es más sensible que la prueba HI. [68] [17] Se ha descrito una microtécnica para la aplicación de la prueba SN. [68]
La inmunodifusión , [69] una prueba de fijación directa del complemento modificada, [33] y el ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas [70] [71] también se han utilizado con éxito para detectar anticuerpos contra el VPP.
Evolución
Estos virus parecen haber evolucionado hace unos 120 años con un rápido aumento en el tamaño de su población en los últimos 40 a 60 años. [72] Al parecer, evolucionaron inicialmente en los jabalíes y posteriormente se propagaron a los cerdos domésticos. Se ha estimado que la tasa de evolución es de 3,86 x 10 −4 - 8,23 x 10 −4 sustituciones por sitio por año. [73] Esta tasa es similar a la de otros virus de ADN monocatenario.
Epidemiología
El parvovirus porcino es omnipresente entre los cerdos de todo el mundo. En las principales áreas productoras de cerdos, como el medio oeste de los Estados Unidos , la infección es enzoótica en la mayoría de los rebaños y, con pocas excepciones, las cerdas son inmunes. Además, una gran proporción de las primerizas se infectan de forma natural con el PPV antes de concebir y, como resultado, desarrollan una inmunidad activa que probablemente persiste durante toda la vida. En conjunto, los datos seroepidemiológicos indican que la exposición al PPV es común. También enfatizan el alto riesgo de infección y enfermedades reproductivas entre las primerizas que no han desarrollado inmunidad antes de la concepción. Las vías de infección más comunes para los cerdos posnatales y prenatales son la oronasal y la transplacentaria, respectivamente.
Los cerdos que amamantan a las madres inmunes absorben un alto título de anticuerpos contra el VPP del calostro . Estos títulos disminuyen progresivamente con el tiempo por dilución a medida que los cerdos crecen y por degradación biológica. Por lo general, alcanzan niveles subdetectables en 3 a 6 meses si los sueros se examinan mediante la prueba HI. [74] [75] A veces, los anticuerpos adquiridos de forma pasiva persisten durante un intervalo más largo. Además, los niveles de anticuerpos demasiado bajos para ser detectados por la prueba HI pueden ser detectados por la prueba SN. [12] El significado principal de los anticuerpos adquiridos pasivamente es que interfiere con el desarrollo de la inmunidad activa. Los niveles altos de dicho anticuerpo pueden prevenir la infección y los niveles más bajos pueden minimizar la diseminación de los cerdos infectados. [76] [77] En consecuencia, algunos grupos de primerizas no son completamente susceptibles a la infección y diseminación del virus hasta poco antes de la concepción o durante la gestación temprana.
Los locales contaminados son probablemente los principales reservorios de PPV. El virus es termoestable, resistente a muchos desinfectantes comunes [78] y puede permanecer infeccioso durante meses en las secreciones y excreciones de cerdos con infección aguda. Se demostró experimentalmente que, aunque los cerdos transmitieron el VPP durante solo aproximadamente 2 semanas después de la exposición, los corrales en los que se mantuvieron inicialmente permanecieron infecciosos durante al menos 4 meses. [79] La ubicuidad del VPP también plantea la posibilidad de que algunos cerdos estén infectados de forma persistente y, al menos, eliminen el virus periódicamente. Sin embargo, no se ha demostrado la diseminación más allá del intervalo de infección aguda. [12] Se ha sugerido la posibilidad de portadores inmunotolerantes de PPV como resultado de una infección temprana en el útero. [50] Cuando las cerdas se infectaron con PPV antes del día 55 de gestación, sus cerdos nacieron infectados pero sin anticuerpos. El virus se aisló de los riñones, testículos y líquido seminal de estos cerdos sacrificados en varios momentos después del nacimiento hasta los 8 meses de edad; momento en el que se terminó el experimento. [17] Los resultados de otro estudio, en el que las hembras se infectaron al principio de la gestación y sus cerdos nacieron infectados pero sin anticuerpos, también sugieren una inmunotolerancia adquirida. [80] Se informó de un posible ejemplo de un jabalí infectado, inmunotolerante y sexualmente activo. [12]
Los verracos pueden jugar un papel importante en la diseminación del VPP en un momento crítico. Durante la infección aguda, el virus se propaga por varias vías, incluido el semen , y se ha informado del aislamiento de PPV a partir del semen de verracos infectados naturalmente. [4] [31] [81] El semen puede estar contaminado externamente, como por ejemplo con heces que contienen virus, o dentro del tracto reproductivo masculino. El virus se aisló de un testículo de un verraco 5 días después de haber sido inyectado en el prepucio del verraco [82] y de testículos de verracos muertos 5 y 8 días después de haber sido infectados oronasalmente (Mengeling, datos no publicados 1976). También se aisló el virus de los ganglios linfáticos escrotales de verracos muertos 5, 8, 15, 21 y 35 días después de la exposición oronasal. Después del día 8, se logró el aislamiento cocultivando fragmentos de ganglios linfáticos con células de riñón porcino fetal (Mengeling, datos no publicados 1976). Independientemente de su estado inmunológico, los verracos también pueden funcionar como un vehículo para la diseminación mecánica del VPP entre las hembras susceptibles.
Patogénesis
Las presas son susceptibles a fallas reproductivas inducidas por el VPP si se infectan en cualquier momento durante aproximadamente la primera mitad de la gestación. Este intervalo de susceptibilidad materna está indicado por los resultados colectivos de varios estudios experimentales, [15] [16] [83] [84] por investigaciones epidemiológicas en profundidad, [85] [86] y por estimaciones del momento de la muerte de fetos recolectados durante encuestas epidemiológicas. [5] [8] Las consecuencias de la infección materna durante este intervalo son la muerte embrionaria y fetal seguida de reabsorción y momificación, respectivamente. La infección transplacentaria también sigue a la exposición materna después de la gestación, pero los fetos por lo general sobreviven sin efectos clínicos obvios en el útero. La razón probable es que la infección transplacentaria a menudo requiere de 10 a 14 días [84] [87] o más, [15] y a los 70 días de gestación la mayoría de los fetos pueden desarrollar una respuesta inmunológica protectora contra el virus. En general, los fetos infectados experimentalmente por inoculación transuterina del virus mueren cuando se infectan antes del día 70 de gestación, pero han sobrevivido y producido anticuerpos cuando se infectan más tarde en la gestación. [63] [88] [89] [90] También se ha informado de una cepa de VPP de virulencia ligeramente mayor. [91] Las consecuencias habituales de la infección en diferentes etapas de la gestación se resumen en la Tabla 1 .
Cuando solo una parte de una camada se infecta a través de la placenta, como suele ser el caso, uno o más compañeros de camada se infectan con frecuencia por la posterior propagación del virus por vía intrauterina. Lo mismo se aplicaría si la infección inicial fuera a través de semen contaminado. Como resultado, cualquier combinación o todas las secuelas indicadas en la Tabla 1 pueden desarrollarse en la misma camada. La diseminación intrauterina es probablemente menos común cuando los embriones tempranos están infectados porque se reabsorben rápidamente después de la muerte, eliminando efectivamente el reservorio intrauterino del virus. [84] En tales casos, no hay evidencia en el parto de la causa de un menor número de cerdos por camada.
Intervalo de gestación (días) a | |||
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Infección de la presa | Infección de Conceptus b | Descripción de Conceptus | Consecuencias de la infección |
≤56 | 10-30 | Embrión | Muerte y reabsorción |
30–70 | Feto | Muerte y momificación | |
> 56 | 70 a término | Feto | Respuesta inmune y, por lo general, supervivencia en el útero. |
a Los intervalos son aproximaciones.
b Suponiendo infecciones transplacentarias 10 a 14 días después de la exposición materna.
Se desconoce el efecto, si lo hay, de la VPP sobre el óvulo antes de la ovulación. El virus se adhiere tenazmente a la superficie externa de la zona pelúcida del óvulo porcino fertilizado, [92] [93] y aunque aparentemente no puede penetrar esta capa, se especula que podría representar una amenaza para el embrión después de la eclosión. [92]
A pesar de la fuerte evidencia circunstancial, [80] no se ha establecido de manera inequívoca una función causal directa del semen contaminado con PPV en la insuficiencia reproductiva. [82] La zona pelúcida podría proteger al embrión temprano mientras se desarrolla la inmunidad local. Por el contrario, el virus puede provocar cambios uterinos incompatibles con la gestación. [94] En cualquier caso, una mujer infectada a través del semen proporciona un foco de infección para los demás.
Con la posible excepción de los cambios uterinos mencionados en el párrafo anterior, el fallo reproductivo inducido por el VPP es causado por el efecto directo del virus sobre el embrión. En ausencia de una respuesta inmune, el virus se replica ampliamente en estos tejidos. En el momento en que muere el embrión, la mayoría de sus células contienen grandes cantidades de antígeno viral intracitoplasmático que puede demostrarse mediante microscopía de IF. La relativa falta de fluorescencia nuclear en el momento de la muerte, en comparación con las etapas iniciales de la enfermedad, indica que cuando el concepto se ve gravemente afectado, la actividad mitótica y las condiciones asociadas necesarias para la replicación viral se suprimen más que la actividad fagocítica.
La muerte del embrión probablemente se deba al daño colectivo del virus a una variedad de tejidos y órganos, incluida la placenta. [90] Sin embargo, en ausencia de una respuesta inmunitaria, los cambios en casi cualquier órgano vital probablemente sean suficientes para causar la muerte. Una de las características más llamativas de la distribución viral es la extensa participación del endotelio. Esto parece excluir un mayor desarrollo de la red vascular del concepto. La preparación para la mitosis celular (es decir, la fase S) da como resultado la replicación viral y la muerte celular concomitantes. El daño al sistema circulatorio fetal está indicado por edema, hemorragia y la acumulación de grandes cantidades de fluidos serosanguíneos en las cavidades corporales. La necrosis del endotelio es microscópicamente evidente. [95]
El mecanismo de la infección transplacentaria se ha investigado utilizando microscopía IF para identificar células infectadas en tejidos maternos y fetales a intervalos progresivamente más largos después de la exposición oronasal materna. [87] El examen de los tejidos contiguos a la unión materno-fetal reveló un antígeno viral en las células endoteliales y mesenquimales del corion, con una participación cada vez mayor de estos tejidos en las etapas progresivamente más tardías de la gestación. El antígeno viral nunca se detectó de manera inequívoca ni en el epitelio uterino ni en el trofectodermo. En consecuencia, no hubo evidencia de transferencia materno-fetal del virus mediante la replicación a través de estos tejidos. Sin embargo, esta ruta no puede excluirse, ya que solo se examinó una pequeña parte del área total de contacto. Se ha considerado la transferencia del virus dentro de los macrófagos. [96] Cualquiera que sea la ruta, la viremia materna parece ser un prerrequisito probable para la infección transplacentaria. [15] [16]
Lesiones
No se han informado lesiones macroscópicas ni microscópicas en cerdas no gestantes. [13] [20] Es concebible que las infiltraciones celulares descritas posteriormente para los fetos puedan ser inducidas por una infección durante el intervalo perinatal.
No se han informado lesiones macroscópicas en madres embarazadas; sin embargo, se han observado lesiones microscópicas en tejidos de primerizas muertas después de que sus fetos fueron infectados por inoculación transuterina del virus. Las primerizas que eran seronegativas cuando sus fetos se infectaron a los 70 días de gestación tenían acumulaciones focales de células mononucleares adyacentes al endometrio y en capas más profundas de la lámina propia cuando murieron 12 y 21 días después. Además, había manguitos perivasculares de células plasmáticas y linfocitos en el cerebro, la médula espinal y la coroides del ojo. [97] Cuando los fetos se infectaron más temprano en la gestación (35, 50 y 60 días) y sus madres murieron 7 y 11 días después, las lesiones fueron similares. Sin embargo, las lesiones uterinas fueron más graves y también incluyeron un extenso manguito de los vasos miometriales y endometriales con células mononucleares. [95] Sólo se observaron acumulaciones focales de linfocitos en los úteros de las primerizas que eran seropositivas cuando sus fetos estaban infectados. [90]
Los cambios macroscópicos de los embriones son la muerte seguida de la reabsorción de líquidos (Fig. 4) y luego los tejidos blandos (Fig. 5). El virus y el antígeno viral se distribuyen ampliamente en los tejidos de los embriones infectados y sus placentas, [84] y es probable que las lesiones microscópicas de necrosis y daño vascular, descritas posteriormente para los fetos, también se desarrollen en embriones avanzados.
Existen numerosos cambios macroscópicos en los fetos infectados antes de que se vuelvan inmunocompetentes (Fig. 6). Estos incluyen un grado variable de retraso en el crecimiento y, a veces, una pérdida obvia de la condición antes de que aparezcan otros cambios externos; ocasionalmente, una mayor prominencia de los vasos sanguíneos sobre la superficie del feto debido a la congestión y la filtración de sangre a los tejidos contiguos; congestión, edema y hemorragia con acumulación de fluidos serosanguíneos en las cavidades corporales; decoloración hemorrágica que se vuelve progresivamente más oscura después de la muerte; y deshidratación (momificación). Muchos de estos cambios también se aplican a la placenta. Las lesiones microscópicas consisten principalmente en una extensa necrosis celular en una amplia variedad de tejidos y órganos [95] [98] (Fig. 7A). También se han descrito inflamación [98] e inclusiones intranucleares [95] .
Por el contrario, no se han informado cambios macroscópicos para los fetos infectados después de que se vuelven inmunocompetentes para el VPP. Las lesiones microscópicas son principalmente hipertrofia endotelial [97] e infiltraciones de células mononucleares compatibles con una respuesta inmunitaria. [97] [98] Se observó meningoencefalitis caracterizada por manguito perivascular con proliferación de células adventicias, histiocitos y algunas células plasmáticas en la sustancia gris y blanca del cerebro y en las leptomeninges de cerdos nacidos muertos infectados con PPV. Se creía que estas lesiones eran patognomónicas de la infección por PPV. [24] Se han observado lesiones similares en fetos vivos infectados por PPV recolectados al final de la gestación [97] [98] (Fig. 7B).
Ambos tipos generales de lesiones microscópicas (es decir, necrosis e infiltración de células mononucleares) pueden desarrollarse en fetos infectados cerca de la midgestation [95] cuando la respuesta inmune es insuficiente para brindar protección.
Diagnóstico
La VPP debe considerarse en un diagnóstico diferencial de insuficiencia reproductiva de cerdos siempre que haya evidencia de muerte embrionaria, fetal o ambas. Se han descrito las secuelas patológicas de la infección materna durante la gestación (ver la sección sobre signos clínicos). Si las primerizas, pero no las cerdas, se ven afectadas, la enfermedad materna no se observa durante la gestación, hay pocos o ningún aborto o anomalías del desarrollo fetal y otra evidencia sugiere una enfermedad infecciosa, entonces se puede hacer un diagnóstico tentativo de insuficiencia reproductiva inducida por el VPP. La relativa falta de enfermedades maternas, abortos y anomalías del desarrollo fetal diferencia la VPP de la mayoría de las otras causas infecciosas de insuficiencia reproductiva. Sin embargo, un diagnóstico definitivo requiere apoyo de laboratorio.
Varios fetos momificados (<16 cm de longitud) o pulmones de dichos fetos, si están suficientemente desarrollados, deben enviarse al laboratorio de diagnóstico. No se recomienda la presentación de fetos momificados más grandes (es decir, de más de aproximadamente 70 días de edad gestacional), [99] cerdos nacidos muertos y cerdos recién nacidos, a menos que sean las únicas muestras disponibles. Si están infectados, sus tejidos generalmente contendrán anticuerpos que interfieren con las pruebas de laboratorio para virus o antígenos virales.
Si las hembras no dan a luz a pesar de ser anestro y son enviadas a un matadero, se deben recolectar sus úteros y examinarlos para detectar fetos afectados. A veces, solo quedan restos de tejidos fetales cuando los fetos mueren temprano en el tercio medio de la gestación. Sin embargo, estas son muestras adecuadas si se analizan para detectar antígenos virales mediante microscopía IF. [5] [63] La ausencia de fetos afectados o restos fetales no excluye la insuficiencia reproductiva inducida por VPP. Cuando todos los embriones de una camada mueren y se reabsorben por completo después de las primeras semanas de gestación, la madre puede permanecer endocrinológicamente embarazada y no volver al estro hasta después del momento esperado del parto. [100]
La identificación del antígeno viral por microscopía IF es un procedimiento de diagnóstico confiable y sensible. Se preparan secciones de tejidos fetales con un micrótomo de criostato y luego se hacen reaccionar con reactivos estandarizados. [5] [26] La prueba se puede completar en unas pocas horas. En ausencia de una respuesta de anticuerpos fetales, el antígeno se ve en todos los tejidos fetales (Fig. 8A, B); incluso cuando el anticuerpo está presente, las células infectadas normalmente se pueden detectar en el pulmón fetal (Fig. 8C).
También se ha recomendado la detección de hemaglutinina viral como técnica de diagnóstico. [101] [102] Los tejidos se trituran en diluyente y luego se sedimentan por centrifugación. El líquido sobrenadante se analiza para determinar la actividad aglutinante de los eritrocitos de cobaya. Esta prueba requiere un mínimo de equipo de laboratorio y es eficaz en ausencia de anticuerpos.
El aislamiento del virus es menos adecuado como procedimiento de diagnóstico de rutina que cualquiera de las pruebas mencionadas anteriormente. La infectividad se pierde lenta pero progresivamente después de la muerte fetal; [63] como resultado, el aislamiento del virus de fetos momificados que han muerto como resultado de una infección a veces no tiene éxito. [5] Además, el procedimiento lleva mucho tiempo y la contaminación es una amenaza constante debido a la estabilidad del PPV en el laboratorio [31] y porque, en ocasiones, los cultivos celulares se preparan sin saberlo a partir de tejidos infectados. [31] [41] [53] [54] [55] La microscopía IF se usa a menudo para determinar si el PPV se ha aislado en cultivo celular. [5] [50] [103]
En general, los procedimientos serológicos se recomiendan para el diagnóstico solo cuando los tejidos de fetos momificados no están disponibles para las pruebas como se describió anteriormente. Los resultados con sueros maternos son valiosos si no se detectan anticuerpos, excluyendo así el VPP como causa, y si las muestras recolectadas a intervalos revelan seroconversión para VPP coincidente con insuficiencia reproductiva. [23] [26] [100] Debido a que el PPV es ubicuo, la presencia de anticuerpos en una sola muestra no tiene sentido. Sin embargo, una determinación de las cantidades relativas de anticuerpos presentes como inmunoglobulina M y G puede indicar la reciente infección. [66] [69] La detección de anticuerpos en sueros de fetos y cerdos nacidos muertos y en sueros recolectados de cerdos recién nacidos antes de amamantar es evidencia de infección en el útero, ya que el anticuerpo materno no cruza la unión materno-fetal. [11] [60] [17] [80] [104] Cuando el suero no está disponible, los fluidos corporales recolectados de fetos o sus vísceras que se han guardado en una bolsa plástica durante la noche a 4 ° C se han utilizado con éxito para demostrar anticuerpos. [101] [105]
Tratamiento y prevención
No existe tratamiento para la insuficiencia reproductiva inducida por PPV.
Las primerizas deben infectarse naturalmente con PPV o vacunarse contra el PPV antes de la reproducción. Para promover la infección natural, una práctica común es concertar el contacto entre las cerdas primerizas seronegativas y las cerdas seropositivas, con la expectativa de que una o más de las cerdas estén diseminando el virus. También se puede recomendar trasladar las primerizas a un área potencialmente contaminada, ya sea actualmente o recientemente habitada por cerdos seropositivos. Una vez que se inicia la infección, el virus se propaga rápidamente entre los cerdos totalmente susceptibles. Se desconoce cuán efectivos son estos procedimientos para aumentar la incidencia de infecciones naturales. Por las razones que sean, la infección es común y probablemente más de la mitad de todas las primerizas en áreas donde el VPP es enzoótico está infectado antes de ser criadas por primera vez. [60]
El uso de vacunas es la única forma de garantizar que las primerizas desarrollen inmunidad activa antes de la concepción. Se han desarrollado vacunas inactivadas [76] [106] [107] [108] [109] [110] [111] [112] y de virus vivo modificado (MLV) [113] [114] . Se ha probado una vacuna inactivada en condiciones de campo, [109] [115] y ambos tipos de vacunas fueron eficaces cuando se probaron en condiciones controladas de laboratorio. [111] [112] [113]
Las vacunas deben administrarse varias semanas antes de la concepción para proporcionar inmunidad durante todo el período susceptible de gestación, pero después de la desaparición del anticuerpo calostral adquirido pasivamente, que podría interferir con el desarrollo de la inmunidad activa. [116] Estos límites pueden definir un intervalo muy breve para la vacunación eficaz de las primerizas que se crían antes de los 7 meses de edad. Aunque la vacuna inactivada proporciona la máxima seguridad, existe evidencia experimental de que el VPP puede atenuarse lo suficiente como para que sea poco probable que cause insuficiencia reproductiva incluso si se administra inadvertidamente durante la gestación. [113] La aparente seguridad de la vacuna MLV puede deberse a su capacidad reducida para replicarse en los tejidos del huésped intacto y causar el nivel de viremia necesario para la infección transplacentaria. [117] Además, se ha demostrado mediante la inoculación transuterina de virus tanto virulentos como atenuados que se requiere una dosis mucho mayor de virus atenuados para establecer la infección de los fetos. [118] Se desconoce la duración de la inmunidad después de la vacunación; sin embargo, en un estudio, los títulos de anticuerpos se mantuvieron durante al menos 4 meses después de la administración de una vacuna inactivada. [107] Los niveles bajos de anticuerpos que se consideran protectores permiten especular que, una vez que el sistema inmunológico ha sido preparado con PPV, es poco probable que la exposición posterior al virus virulento durante la gestación dé como resultado una infección transplacentaria incluso si ya no se detectan los anticuerpos de la vacunación. [111]
Se recomienda la vacunación también para cerdas y verracos seronegativos. Las cerdas seronegativas se encuentran generalmente sólo en hatos libres de VPP; en tales casos, está indicada la vacuna inactivada. La experiencia ha demostrado que se puede esperar que pocos rebaños permanezcan libres de VPP incluso si el acceso se controla cuidadosamente. La introducción de PPV en un rebaño totalmente susceptible puede ser desastrosa. [85] La vacunación de los verracos debería reducir su participación en la diseminación del virus.
Las vacunas se utilizan ampliamente en los Estados Unidos y en varios otros países donde el PPV ha sido reconocido como una causa económicamente importante de insuficiencia reproductiva. Todas las vacunas con licencia federal comercializadas en los Estados Unidos están inactivadas.
Ver también
- SMEDI
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Este artículo incorpora texto de una "Enfermedades de los cerdos (8ª edición)". Según su declaración de derechos de autor, "no se reclaman derechos de autor para los capítulos 17, 23, 25, 31 y 64, que son de dominio público ".