Las moscas Delia son miembros de lafamilia Anthomyiidae dentro de la superfamilia Muscoidae . [3] La identificación de diferentes especies de Delia puede resultar muy difícil para los no especialistas, ya que las características de diagnóstico utilizadas para los especímenes inmaduros y / o femeninos pueden ser inconsistentes entre las especies. [4] Las claves taxonómicas pasadas no fueron tan completas en su identificación deespecímenesde Delia ; dependían demasiado de las características genéticas, se centraban únicamente en una etapa de la vida específica o se centraban únicamente en determinadas especies. [4]Sin embargo, las claves taxonómicas actuales apuntan a ser más completas al incluir no solo diagnósticos morfológicos para machos, hembras y especímenes inmaduros de varias especies, sino también su composición genética o código de barras molecular. [4]
Delia | |
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Delia radicum | |
clasificación cientifica | |
Reino: | |
Filo: | |
Clase: | |
Pedido: | |
Familia: | |
Subfamilia: | Anthomyiinae |
Tribu: | Hydrophoriini |
Género: | Delia Robineau-Desvoidy , 1830 |
Especie tipo | |
Delia floricola Robineau-Desvoidy , 1830 | |
Sinónimos [2] | |
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Algunas especies de Delia son de gran importancia económica ya que son plagas agrícolas . Las larvas de estas moscas, que penetran en las raíces y los tallos de las plantas hospedadoras, pueden causar pérdidas considerables de rendimiento. Aunque la mayoría de los miembros de este género tienen larvas que se alimentan de tallos, flores, raíces y frutos de plantas, algunos otros tienen larvas que minan las hojas. Como herbívoros, las moscas Delia se pueden clasificar como generalistas o especializadas según su dieta. [5] Aquellos que pueden comer y digerir de manera segura una amplia variedad de plantas se conocen como generalistas, mientras que aquellos que se alimentan de un solo tipo de planta se conocen como especialistas. [5] Los especialistas suelen tener la capacidad de tolerar y / o desintoxicar enzimáticamente los aleloquímicos dañinos producidos por las plantas de las que se alimentan. [6] Las especies especializadas comunes que son perjudiciales para los cultivos incluyen D. radicum (mosca de la col) y D. floralis (mosca de la raíz del nabo), que se alimentan de las raíces y / o las hojas de los cultivos de Brassica, D. antiqua (mosca de la cebolla), D. platura (mosca de la semilla del maíz), D. florilega (mosca de la semilla del frijol), que se alimenta de raíces y hojas de allium , y D. coarctata (mosca del bulbo del trigo) que se alimenta de cereales. [3] [7]
Distribución geográfica
El género Delia contiene aproximadamente 300 a 340 especies en todo el mundo (excluidas las especies neotropicales ). En la actualidad se registran alrededor de 170 especies de la región paleártica y 162 especies de la región neártica , 44 de las cuales son holárticas . La fauna afrotropical incluye 20 especies de Delia . [8] Griffiths [9] [10] [11] [12] describió 49 nuevas especies en su revisión reciente de la especie Neártica, casi un tercio del total actual del Neártico, y se esperan revisiones intensivas similares en otras partes del mundo para producir muchos más, especialmente en el Medio Oriente , las regiones montañosas de Asia Central , Nepal y Mongolia .
Biología
Morfológicamente hablando, las moscas Delia adultas se parecen a la mosca doméstica común y las especies poseen diferencias sutiles en tamaño, color, ubicación y longitud de las cerdas en todo el cuerpo. [4] Además, las moscas macho y hembra experimentan un dimorfismo sexual menor . [4]
Las larvas de Delia tiene tres larvas instar etapas, y la morfología de las larvas y tubérculos espiráculos se usan para diferenciar entre especies. [4] A medida que las larvas de la mosca Delia se adhieren y se alimentan de varias partes de la planta, cada uno de sus tres estadios larvales tiene un sistema respiratorio especializado para facilitar la supervivencia dentro del ambiente acuoso y ácido de la planta hospedante en descomposición. [13] El tercer estadio larvario se usa comúnmente para identificar especies que son de importancia económica. [4]
Los huevos de los especímenes de Delia son generalmente de color blanco y de forma ovular alargada con pliegues de incubación distintivos en la superficie del huevo, que son únicos para cada especie. [4]
Plaga agrícola
Seis especies de Delia ( D. antiqua , D. floralis , D. florilega , D. planipalpis , D. platura , D. radicum ) son plagas agrícolas comunes durante su etapa larvaria, que causan graves pérdidas económicas en América del Norte y Europa. [4] Las especies más notables son D. radicum y D. antiqua .
Las larvas de Delia radicum , comúnmente conocidas como gusanos de la col, han causado un daño significativo al alimentarse y excavarse dentro de las raíces de miembros de la familia Brassica, incluyendo el repollo ( Brassica oleracea ), canola ( Brassica napus ), colinabo ( Brassica napobrassica ), brócoli ( Brassica oleracea). var. italica), coliflor ( Brassica oleracea var. botrytis ) , nabo ( Brassica rapa subsp. rapa ) y rábano ( Raphanus sativus ). [3]
Las larvas de Delia antiqua , comúnmente conocidas como gusanos de la cebolla, son una plaga agrícola importante en los miembros del género Allium, incluidas las cebollas ( Allium cepa) , los ajos ( Allium sativum ), las cebolletas ( Allium schoenoprasum ), los chalotes ( Allium cepa var. Aggregatum ), y puerros ( Allium porrum ). [14]
Las hembras grávidas ovipositarán en el suelo cerca de los cultivos o en la propia planta huésped, y cuando los huevos eclosionan, las larvas causan un daño importante a las plantas cuando se alimentan. Por ejemplo, los gusanos de D. radicum que se alimentan de las raíces de los cultivos de canola causan daños en el floema , el peridermo y el parénquima del xilema de las plantas . [15] El daño al floema y al tejido del xilema puede interrumpir el transporte de productos fotosintéticos y agua, respectivamente. [15] Además, este daño también puede generar vulnerabilidades frente a microorganismos patógenos. [16] Si el daño de la raíz es lo suficientemente severo, puede conducir a una variedad de problemas que incluyen retraso en el crecimiento, acame , disminución de la floración, disminución del tamaño y rendimiento de semillas o muerte de la planta. [15]
Hay muchos factores que afectarán la susceptibilidad de una planta a la oviposición de Delia y la posterior infestación de larvas. Estos factores incluyen la especie o variedad de planta, la morfología de ciertas partes de la planta (forma y tamaño de la raíz, niveles de cera en las hojas, color del follaje) y la fisiología (edad, composición química de ciertas sustancias vegetales secundarias). [17] Por ejemplo, como especialista en cultivos de crucíferas , D. radicum, se siente atraído por los isotiocianatos compuestos orgánicos que se encuentran en esta variedad de plantas para identificarlo como un huésped adecuado. [18] Además de sentirse atraído por las señales olfativas de este tipo de planta, las señales visuales como el color, la posición y la prominencia visual de las flores influyen en la planta que infestarán. [18] Además de la planta en sí, los estudios con D. radicum y D. floralis han demostrado que otros factores ambientales como la humedad del suelo, [16] la temperatura media diaria del aire y la precipitación total [19] pueden tener una correlación positiva con la susceptibilidad del cultivo a la infestación.
Manejo actual de control de plagas
Controles culturales
Higiene de cultivos
La buena higiene de los cultivos es un control cultural utilizado para minimizar las infestaciones de Delia , particularmente D. antiqua y D. radicum . [20] Los estudios han demostrado que los bulbos de cebolla dañados o triturados que quedan después de la cosecha eran fuentes importantes de alimento para D. antiqua y un lugar de hibernación . [20] Las plantas dañadas liberan sustancias químicas volátiles que atraen a las hembras grávidas, mientras que las heridas en las plantas facilitan el acceso a las larvas recién emergidas. [20] Como tal, se recomienda eliminar el material de desecho de los cultivos de los campos cosechados para disminuir las poblaciones de hibernación. [20] Originalmente se creía que las pilas de cebollas recolectadas y plantas voluntarias de los campos de cebollas también eran una fuente importante de infestación y, por lo tanto, deben protegerse contra las moscas. Sin embargo, estudios recientes han observado que ninguno de estos sitios es una fuente importante de infestación, ya que las condiciones dentro de las pilas de desecho profundas son desfavorables para la supervivencia de las larvas y las larvas no pueden establecerse en plantas voluntarias no dañadas en la primavera. [20]
La rotación de cultivos
Las rotaciones de cultivos se utilizan a menudo para evitar el agotamiento de los nutrientes del suelo y la acumulación de patógenos del suelo. [3] Sin embargo, la rotación de cultivos puede servir para distanciar geográficamente un cultivo de ubicaciones conocidas de poblaciones de Delia plantando un cultivo de una familia de plantas diferente después de la cosecha del cultivo hospedante favorecido por la plaga. [21] Si bien la rotación de cultivos puede ser eficaz en ciertas plagas que habitan en el suelo que tienen baja movilidad y baja capacidad de dispersión, esta práctica no se considera comúnmente como un control para especies especializadas de Delia como D. radicum y D. antiqua, ya que pueden dispersarse. 2000–3000 metros del sitio de infestación y puede tener un amplio rango de hospedadores. [22] [23]
Coberturas de cultivos y suelos
Cubrir los semilleros con un material físico, como una estopilla , o cubrir el suelo de los cultivos con discos de fieltro alquitranado puede evitar que las moscas Delia grávidas pongan sus huevos en el cultivo. [3] La cobertura de cultivos como control cultural también puede complementar y mejorar el uso de controles biológicos como hongos entomopatógenos y nematodos, ya que produce un clima de alta humedad que es favorable a estos patógenos. [3] Sin embargo, cubrir completamente los cultivos no es una práctica común, ya que se encontró que las cubiertas de los cultivos dañan el crecimiento de los cultivos, pueden ser costosas y requieren mucho tiempo para instalar y quitar. [3]
Tiempos de siembra, plantación y cosecha
Establecer tiempos adecuados para sembrar o plantar cultivos tiene múltiples beneficios como control cultural. Principalmente, el objetivo es evitar la invasión de la plaga, reducir la vulnerabilidad de los cultivos a la oviposición y disminuir la infección por insectos vectores. [3] [21] Al sembrar o plantar en momentos específicos durante la temporada de crecimiento, las plantas están lo suficientemente maduras como para tolerar bajos niveles de ataque de plagas y los agricultores tienen tiempo suficiente para compensar los cultivos dañados o destruidos. [3] [21] [24] Además, elegir un momento de siembra cuando las condiciones climáticas son desfavorables para las plagas o están sincronizadas con la aparición de enemigos naturales de las plagas también puede mitigar las poblaciones de plagas. [21]
Controles químicos
Insecticidas
En el pasado, los insecticidas químicos se usaban ampliamente para prevenir las infestaciones de Delia . Estos insecticidas eran principalmente organoclorados , [3] organofosforados e hidrocarburos clorados. [25] Sin embargo, los productos químicos utilizados eran generalmente peligrosos para el medio ambiente y, por lo tanto, están prohibidos o se están revisando y podrían prohibirse. [25] Además, en algunos casos, como las moscas D. antiqua en los Países Bajos, las plagas desarrollaron una resistencia a los insecticidas y los cultivos continuaron siendo destruidos. [23] Este aumento de la resistencia y el peligro para el medio ambiente ha impulsado la búsqueda de un control biológico.
Controles genéticos
Técnica de insectos estériles
La esterilización de insectos con el fin de minimizar el número de poblaciones se puede lograr mediante el uso de quimioesterilizantes en machos criados en laboratorio y luego liberándolos en los campos ( SIT ) o usando quimioesterilizantes en las poblaciones existentes en el campo. [26] Los quimioesterilizantes utilizados en algunos estudios incluyen tepa [óxido de tris- (l-aziridinil) fosfina] que es muy eficaz para esterilizar moscas adultas, pero menos en huevos. [27]
La eficacia de la esterilización como control genético contra Delia spp. poblaciones ha tenido resultados mixtos. Un estudio reveló que cuando se utilizaron quimioesterilantes en poblaciones salientes de D. radicum , múltiples factores, como la tendencia de las hembras a dispersarse, la reducción de la competitividad de los machos estériles y la incapacidad de los machos para volver a dispersarse una vez esterilizados, todo limitado la población de esterilidad en insectos de campo por lo tanto no disminuye las tasas de oviposición. [27] Además, otros estudios que realizaron SIT usando quimioesterilantes en machos de D. radicum criados en laboratorio en lugar de poblaciones existentes encontraron que no eran más efectivos a pesar de liberar significativamente más machos estériles. [28]
Por el contrario, otros estudios en los Países Bajos han registrado más éxito en la esterilización de D. antiqua sin reducir su competitividad y, por lo tanto, pudieron superar a la población silvestre. [29] Sin embargo, este método requiere que las moscas estériles se liberen durante al menos cinco años antes de que comiencen a tener un efecto significativo en el número de la población [29] . Además, los proyectos de SIT sobre D. antiqua en Quebec también han mostrado una reducción en las poblaciones adultas fértiles, y se espera que la continuación de esta técnica resulte en una disminución tanto en las tasas de liberación de insectos estériles como en el costo general del programa. [30]
Controles biológicos
Parasitoides
Los estudios han demostrado que hay tres parasitoides abundantes y ampliamente distribuidos de especies de Delia : Trybliographa rapae, Aleochara bilineata y Aleochara bipustulata.
Trybliographa rapae es una avispa parásita de la familia Figitidae . Las larvas de estas avispas son un endoparásito koinobiont de varias especies de Delia, incluidas D. radicum, D. floralis y D. platura . [31] A medida que las larvas de Delia se alimentan de las raíces de las plantas crucíferas y otros cultivos, dañan el tejido, lo que induce a la planta a emitir compuestos volátiles. [32] Estos volátiles actúan como señales químicas para atraer a los depredadores y parasitoides del herbívoro que se alimenta de la planta como medida defensiva. [32] Las hembras de T. rapae se sienten atraídas por estas señales y las utilizan para identificar la ubicación de las larvas de Delia . [32] Una vez atraídas por los cultivos infestados, las hembras de T. rapae pueden utilizar la búsqueda antenal, el sondaje de ovipositorios o vibrotaxis para localizar las larvas de Delia enterradas dentro de la planta y poner sus huevos dentro de ellas. Trybliographa rapae puede parasitar cualquiera de los tres estadios larvarios de Delia . [32] [33]
Aleochara bilineata es un escarabajo de la familia Staphylinidae . Los ejemplares adultos son un depredador dominante de los huevos y larvas de D. radicum, D. platura, D. floralis y D. planipalis . [34] Además, las larvas del primer estadio de A. bilineata son ectoparásitos de las pupas de Delia . [34] Mujer A . bilineata ovipositará cerca de las raíces de los cultivos crucíferos, donde es más probable que se encuentren las larvas de Delia , y una vez que los huevos eclosionen, los estadios parásitos masticarán un orificio de entrada en la pared puparial vulnerable donde se alimentará de las pupas dentro y se someterá a dos estadios más instar antes de pupar. [35] La aparición de A. bilineata está sincronizada con la puesta de huevos de la especie Delia ya que los primeros estadios de A. bilineata pueden invernar dentro de las pupas hospedadoras para emerger como adultas en el clima más cálido de la primavera. [34] La competencia ocurre entre A. bilineata y T. rapae , que ha demostrado ser dañina para ambos especímenes, pero particularmente T. rapae . [31]
Aleochara bipustulata es otra especie de escarabajo que es un depredador de Delia spp. sin embargo, mucho más pequeño que el de A. bilineata . [36] Su ciclo de vida es muy similar al de A. bilineata, pero en general es significativamente menos abundante y actualmente no se encuentra en América del Norte. [37] A diferencia de otros depredadores, A. bipustulata prefiere D. platura en lugar de D. radicum, ya que la pared del pupario es mucho más delgada. [36] Sin embargo, algunos especímenes se encontraron en pupas más pequeñas de D. radicum y rara vez se encuentran en D. floralis , ya que estas larvas son significativamente más grandes que otras especies de Delia . [36]
En América del Norte se encontraron otras dos avispas parásitas de la especie Delia , Phygadeuon sp. y Aphaereta sp., sin embargo, su presencia fue tan escasa que se sugiere que pueden tener un hospedador más favorecido además de los gusanos de la raíz. [37]
Hongos entomopatógenos
La aplicación de hongos entomopatógenos como control biológico puede implicar rociar conidios en los cultivos al inicio de la eclosión de los huevos para que el hongo esté presente en el suelo para reducir las poblaciones de larvas, idealmente antes de que penetren en las plantas. [38]
Si bien se han identificado múltiples especies de hongos para matar especies de Delia y, por lo tanto, posiblemente pueden actuar como un control biológico, existen varios problemas asociados con el uso eficaz de hongos entomopatógenos. Primero, si bien los hongos patógenos pueden prosperar en entornos de laboratorio controlados y tienen éxito en matar larvas y / o adultos, pueden ser increíblemente susceptibles a factores ambientales fluctuantes, como la temperatura y la humedad, que pueden alterar su eficacia como control biológico. [3]
En segundo lugar, los glucosinolatos producidos por las plantas brasicáceas cuando están físicamente dañadas, infectadas o alimentadas por plagas se convertirán en isotiocianatos . [39] Los isotiocianatos son compuestos químicos que pueden ser tóxicos para los hongos patógenos que pueden resultar en la inhibición de la germinación y el crecimiento. [39] [40] Los estudios han sugerido que los isotiocianatos pueden causar actividad fungicida al interactuar directamente con las esporas de hongos o indirectamente a través de una interacción de tres niveles tróficos mediada por el insecto huésped. [39]
Los estudios de los experimentos de laboratorio han observado que Metarhizium anisopliae , Beauveria bassiana , y Paecilomyces fumosoroseus son todas patógenas para el segundo y el tercero de larvas estadios de D. radicum y D. floralis . [39] Metarhizium anisopliae afecta a las larvas expuestas directamente durante la aplicación ya las larvas que entraron en contacto con el hongo en el suelo después de la aplicación. [39] Entomophthora muscae es otro hongo entomopatógeno que prospera en ambientes cálidos y húmedos y puede infectar y matar moscas Delia adultas , principalmente D. antiqua . [41] Se sabe que Strongwell-sea castrans , un hongo que se encuentra comúnmente en Europa a diferencia de América del Norte, esteriliza las moscas adultas de D. radicum . [42]
Nematodos entomopatógenos
Los nematodos entomopatógenos son gusanos parásitos que tienen potencial como agente de control biológico ya que tienen bacterias gramnegativas , asporosas y entomopatógenas que pueden infectar y posteriormente matar a una amplia variedad de insectos hospedadores, incluyendo Delia spp. [43] Los nematodos ingresan al insecto huésped a través de aberturas como la boca, el ano y los espiráculos, y una vez dentro de la cavidad corporal liberarán bacterias, por ejemplo, Xenorhabdus nematophilus y Xenorhabdus luminescens, que proliferarán dentro del hemocele del insecto causando la muerte. [43] Si se aplican nematodos al suelo donde se ponen los huevos de Delia , las larvas que eclosionan estarán directamente expuestas a los nematodos. [43]
Los estudios han demostrado que tanto las pupas como los adultos de D. radicum y D. antiqua eran susceptibles a los nematodos Steinernema feeliae y Heterorhabditis bacteriophora , mostrando D. antiqua una mayor mortalidad que D. radicum. [43] Sin embargo, dado que estos estudios se realizaron en condiciones de laboratorio que favorecieron al nematodo y no fueron óptimas para el insecto huésped, es posible que la eficacia de los nematodos como control biológico no se reproduzca por completo en el campo. [3]
Especies comunes
Nomenclatura científica | Nombre común | Otra nomenclatura |
---|---|---|
Delia antiqua (Meigen, 1826) | Gusano de cebolla / mosca | Hylemyia antiqua Hylemya antiqua |
Delia coarctata (Fallén, 1925) | Bulbo de trigo gusano / mosca | Hylemia garbiglietti (Rondani) Hylemya coarctata (Fallén) |
Delia floralis (Fallén, 1924) | Nabo gusano / mosca | Hylemyia crucifera (Huckett) Hylemya crucifera Hylemya floralis |
Delia florilega (Zetterstedt, 1845) | Gusano de semilla de frijol / mosca | Hylemya trichodactyla (Rondani) Hylemyia trichodactyla Delia liturata (Meigen) Hylemya liturata. |
Delia planipalpis (Stein, 1898) | Ninguno | Hylemya planipalpis Hylemyia planipalpis |
Delia platura (Meigen, 1826) | Gusano de semilla de maíz / mosca | Hylemya platura Chortophila cilicrura (Rondani) Hylemya cilicrura Hylemyia cilicrura |
Delia radicum (Linneo, 1758) | Gusano de la col / mosca | Hylemya brassicae (Bouché) Hylemyia brassicae Erioischa brassicae. |
Lista de especies
- D. abruptiseta ( Ringdahl , 1935)
- D. absidata Xue y Du, 2008 [44]
- D. abstracta (Huckett, 1965)
- D. aemene ( Walker , 1849)
- D. alaba ( Walker , 1849)
- D. alaskana (Huckett, 1966)
- D. albula ( Fallén , 1825)
- D. alternata (Huckett, 1951)
- D. angusta ( Stein , 1898)
- D. angustaeformis ( Ringdahl , 1933)
- D. angustifrons ( Meigen , 1826)
- D. angustiventralis (Huckett, 1965)
- D. aniseta ( Stein , 1920)
- D. antiqua ( Meigen , 1826)
- D. aquitima (Huckett, 1929)
- D. armata ( Stein , 1920)
- D. attenuata ( Malloch , 1920)
- D. bipartitoides Michelsen, 2007 [45]
- D. bisetosa ( Stein , 1907)
- D. bracata ( Róndani , 1866) [8]
- D. brunnescens ( Zetterstedt , 1845)
- D. bucculenta ( Coquillett , 1904)
- D. cameroonica (Ackland, 2008) [8]
- D. cardui ( Meigen , 1826)
- D. carduiformis (Schnabl en Schnabl & Dziedzicki, 1911)
- D. cerealis (Gillette, 1904)
- D. cilifera ( Malloch , 1918)
- D. coarctata ( Fallén , 1825)
- D. coarctoides Michelsen, 2007 [45]
- D. concorda (Huckett, 1966)
- D. coronariae ( Hendel , 1925)
- D. cregyoglossa (Huckett, 1965)
- D. criniventris ( Zetterstedt , 1860)
- D. cuneata Tiensuu, 1946
- D. cupricrus ( Walker , 1849)
- D. curvipes ( Malloch , 1918)
- D. deviata (Huckett, 1965)
- D. diluta ( Stein , 1916)
- D. dissimilipes (Huckett, 1965)
- D. dovreensis Ringdahl , 1954
- D. echinata ( Séguy , 1923)
- D. egleformis (Huckett, 1929)
- D. endorsina (Ackland, 2008) [8]
- D. exigua ( Meade , 1883)
- D. extensa (Huckett, 1951)
- D. extenuata (Huckett, 1952)
- D. fabricii ( Holmgren , 1872)
- D. fasciventris ( Ringdahl , 1933)
- D. flavogrisea ( Ringdahl , 1926)
- D. floralis ( Fallén , 1824)
- D. florilega ( Zetterstedt , 1845)
- D. fracta ( Malloch , 1918)
- D. frontella ( Zetterstedt , 838])
- D. frontulenta (Huckett, 1929)
- D. fulvescens (Huckett, 1966)
- D. garretti (Huckett, 1929)
- D. glabritheca (Huckett, 1966)
- D. gracilipes ( Malloch , 1920)
- D. hirtitibia ( Stein , 1916)
- D. inaequalis ( Malloch , 1920)
- D. inconspicua (Huckett, 1924)
- D. ineptifrons (Huckett, 1951)
- D. integralis (Huckett, 1965)
- D. interflua ( Pandellé , 1900)
- D. intimata (Huckett, 1965)
- D. ismayi (Ackland, 2008) [8]
- D. kullensis ( Ringdahl , 1933)
- D. lamellicauda (Huckett, 1952)
- D. lamelliseta ( Stein , 1900)
- D. lasiosternum (Huckett, 1965)
- D. lavata ( Boheman , 1863)
- D. leptinostylos (Huckett, 1965)
- D. lineariventris ( Zetterstedt , 1845)
- D. liturata ( Robineau-Desvoidy , 1830)
- D. longicauda ( Strobl , 1898) [46]
- D. lupini ( Coquillett , 1901)
- D. madagascariensis (Ackland, 2008) [8]
- D. megacephala (Huckett, 1966)
- D. megatricha ( Kertész , 1901)
- D. montana ( Malloch , 1919)
- D. montezumae (Griffiths, 1991)
- D. monticola (Huckett, 1966)
- D. montivagans (Huckett, 1952)
- D. mutans (Huckett, 1929)
- D. nemoralis (Huckett, 1965)
- D. neomexicana ( Malloch , 1918)
- D. nigrescens ( Róndani , 1877)
- D. nigricaudata (Huckett, 1929)
- D. normalis ( Malloch , 1919)
- D. nubilalis (Huckett, 1966)
- D. nuda ( Strobl , 1901)
- D. opacitas (Huckett, 1965)
- D. pallipennis ( Zetterstedt , 1838)
- D. paradisi Xue, 2018 [47]
- D. pectinator Suwa, 1984
- D. penicillaris ( Róndani , 1866)
- D. penicillosa Hennig , 1974
- D. pilifemur ( Ringdahl , 1933)
- D. pilimana ( Stein , 1920)
- D. pilitarsis ( Stein , 1920)
- D. piliventris (Pokorny, 1889)
- D. planipalpis ( Stein , 1898)
- D. platura ( Meigen , 1826)
- D. pluvialis ( Malloch , 1918)
- D. propinquina (Huckett, 1929)
- D. prostriata (Huckett, 1965)
- D. pruinosa ( Zetterstedt , 1845)
- D. pseudofugax ( Strobl , 1898) [46]
- D. pseudoventralis (Ackland, 2008) [8]
- D. quadripila ( Stein , 1916)
- D. radicum ( Linneo , 1758 )
- D. rainieri (Huckett, 1951)
- D. recurva ( Malloch , 1919)
- D. reliquens (Huckett, 1951)
- D. repleta (Huckett, 1929)
- D. rimiventris Michelsen, 2007 [45]
- D. rondanii ( Ringdahl , 1918)
- D. sanctijacobi ( Bigot , 1885)
- D. segmentata ( Wulp , 1896)
- D. sequoiae (Huckett, 1967)
- D. seriata ( Stein , 1920)
- D. setifirma (Huckett, 1951)
- D. setigera ( Stein , 1920)
- D. setiseriata (Huckett, 1952)
- D. setitarsata (Huckett, 1924)
- D. setiventris ( Stein , 1898)
- D. simpla ( Coquillett , 1900)
- D. simulata (Huckett, 1952)
- D. sobrianos (Huckett, 1951)
- D. subconversata Du & Xue, 2018 [47]
- D. subdolichosternita Du & Xue, 2018 [47]
- D. subinterflua Xue & Du, 2008 [44]
- D. suburbana (Huckett, 1966)
- D. tarsata ( Ringdahl , 1918)
- D. tarsifimbria ( Pandellé , 1900)
- D. tenuiventris ( Zetterstedt , 1860)
- D. tibila (Ackland, 2008) [8]
- D. tumidula Ringdahl , 1949
- D. uniseriata ( Stein , 1914)
- D. vesicata (Huckett, 1952)
- D. wangi Xue, 2018 [47]
- D. winnemana ( Malloch , 1919)
- D. xanthobasis (Huckett, 1965)
Referencias
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enlaces externos
- Delia platura en elsitio web UF / IFAS Featured Creatures.