Haemonchus contortus , también conocido comogusano polar del barbero , es un parásito muy común y uno de los nematodos más patógenosde los rumiantes . Los gusanos adultos se adhieren a lamucosa del abomaso y se alimentan de la sangre. Este parásito es responsable de anemia , edema y muerte de ovejas y cabras infectadas, principalmente durante el verano en climas cálidos y húmedos. [1]
Haemonchus contortus | |
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Estas 11 hembras adultas de Haemonchus contortus se tomaron de una oveja infectada con una única cepa de esta especie de gusano. | |
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Huevo de Haemonchus contortus | |
clasificación cientifica ![]() | |
Reino: | Animalia |
Filo: | Nematoda |
Clase: | Cromadorea |
Pedido: | Rhabditida |
Familia: | Trichostrongylidae |
Género: | Haemonchus |
Especies: | H. contortus |
Nombre binomial | |
Haemonchus contortus (Rudolphi, 1803) Cobb, 1898 |
Las hembras pueden poner más de 10.000 huevos al día, [2] que pasan del animal huésped a las heces . Después de eclosionar de sus huevos, las larvas de H. contortus mudan varias veces, lo que resulta en una forma L3 que es infecciosa para los animales. El anfitrión ingiere estas larvas cuando pasta. Las larvas L4, formadas después de otra muda, y los gusanos adultos chupan sangre en el abomaso del animal, lo que puede dar lugar a anemia y edema, que eventualmente pueden conducir a la muerte. [3]
La infección, llamada hemoncosis, causa grandes pérdidas económicas a los agricultores de todo el mundo, especialmente a los que viven en climas más cálidos. Los antihelmínticos se utilizan para prevenir y tratar estas y otras infecciones por gusanos, pero la resistencia de los parásitos contra estos productos químicos está aumentando. Algunas razas, como la cabra enana de África occidental y el ganado N'Dama, son más resistentes que otras razas a H. contortus (hemonchotolerancia). [4]
Morfología
Los óvulos son de color amarillento. El huevo mide entre 70 y 85 μm de largo por 44 μm de ancho, y las primeras etapas de división contienen entre 16 y 32 células. La hembra adulta mide entre 18 y 30 mm de largo y se reconoce fácilmente por su coloración característica de "barra de barbero". La apariencia roja y blanca se debe a que H. contortus se alimenta de sangre y los ovarios blancos se pueden ver enrollados alrededor del intestino lleno de sangre. El gusano adulto macho es mucho más pequeño, mide entre 10 y 20 mm de largo y muestra la característica distintiva de una bolsa copulatoria bien desarrollada, que contiene un lóbulo dorsal asimétrico y un radio dorsal en forma de Y.
Ciclo vital
La lombriz hembra adulta puede liberar entre 5.000 y 10.000 huevos, que se eliminan con las heces. Luego, los huevos se desarrollan en condiciones húmedas en las heces y continúan desarrollándose en las etapas juveniles L1 (rabditiforme) y L2 al alimentarse de bacterias en el estiércol. La etapa L1 generalmente ocurre dentro de cuatro a seis días en las condiciones óptimas de 24-29 ° C. La rabditforma L2 muda su cutícula y luego se convierte en larvas infecciosas filiariformes L3. La forma L3 tiene una cutícula protectora, pero en condiciones secas y cálidas, la supervivencia se reduce. Las ovejas, cabras y otros rumiantes se infectan cuando pastan e ingieren las larvas infecciosas L3. Las larvas infecciosas atraviesan las tres primeras cámaras del estómago para llegar al abomaso. Allí, los L3 mudan sus cutículas y se entierran en la capa interna del abomaso, donde se convierten en L4, generalmente dentro de las 48 horas, o larvas preadultos. Las larvas L4 luego mudan y se desarrollan en la forma adulta L5. Los adultos machos y hembras se aparean y viven en el abomaso, donde se alimentan de sangre.
Genética
El borrador del genoma de H. contortus se publicó en 2013. [5] Se están realizando más trabajos para completar el genoma de referencia en el Wellcome Trust Sanger Institute [6] en colaboración con la Universidad de Calgary, la Universidad de Glasgow y el Instituto de Investigación Moredun. . El desarrollo de recursos genéticos y genómicos para este parásito facilitará la identificación de los cambios genéticos que confieren resistencia antihelmíntica y puede ayudar a diseñar nuevos medicamentos o vacunas para combatir enfermedades y mejorar la salud animal. [ cita requerida ]
Patogenicidad
Los signos clínicos se deben en gran medida a la pérdida de sangre. La muerte súbita puede ser la única observación en una infección aguda, mientras que otros signos clínicos comunes incluyen palidez, anemia, edema, malestar, letargo y depresión. Puede observarse la acumulación de líquido en el tejido submandibular, un fenómeno comúnmente llamado "mandíbula de botella". El crecimiento y la producción se reducen significativamente.
Prevención y tratamiento
El tratamiento profiláctico con antihelmínticos es necesario para prevenir la infección en las regiones endémicas, pero siempre que sea posible, se justifica una reducción de la dependencia del tratamiento químico dado el rápido aumento de la resistencia a los antihelmínticos. Una vacuna comercial conocida como Barbervax en Australia o Wirevax en Sudáfrica ha estado disponible en los últimos años. Esto funciona principalmente al reducir la producción de huevos y, por lo tanto, la contaminación de los pastos. La vacuna contiene proteínas del revestimiento de los intestinos del gusano Barber's Pole. El animal produce anticuerpos contra la proteína que circula en la sangre. Cuando el gusano del barbero bebe la sangre, los anticuerpos se adhieren al revestimiento del estómago, lo que evita la digestión y hace que el animal muera de hambre. Después de esto, el gusano produce menos huevos y finalmente muere. [7]
Los métodos de tratamiento selectivo dirigido como el método FAMACHA pueden ser valiosos para reducir el número de intervalos de dosificación, reduciendo así el porcentaje de parásitos supervivientes que son resistentes a los antihelmínticos. Los recuentos de huevos fecales se utilizan para rastrear los niveles de infestación de parásitos, la susceptibilidad de los animales individuales y la eficacia antihelmíntica. [ cita requerida ]
Otras estrategias de gestión incluyen la cría selectiva de ovejas o cabras más resistentes a los parásitos (por ejemplo, sacrificando a los animales más susceptibles o introduciendo razas resistentes a los parásitos como las ovejas nativas de la costa del Golfo ); manejo cuidadoso de los pastos, como pastoreo rotatorio intensivo manejado , especialmente durante la temporada alta de parásitos; y "limpieza" de pastos infestados mediante el heno, la labranza o el pastoreo con especies no susceptibles (por ejemplo, cerdos o aves de corral). [8]
Investigaciones recientes también han demostrado que el uso de razas de ovejas de pelo, como Katahdins, Dorpers y St. Croix, puede elegirse por su resistencia a los parásitos internos para estándares económicos; Además, las razas de pelo proporcionan resistencia sin mostrar ningún efecto significativo en el rendimiento del crecimiento de su progenie. [9]
Uno de los métodos más riesgosos que se pueden utilizar para los tratamientos es el uso de partículas de alambre de óxido de cobre (COWP) para ayudar en la destrucción de los parásitos dentro del intestino sin el uso de productos químicos. Sin embargo, en las ovejas, la dosis debería ser monitoreada extremadamente de cerca porque si se administran en una dosis demasiado alta, entonces caerán en la toxicidad del cobre. Para el COWP, sería necesario administrar la dosis más baja recomendada para seguir siendo seguro para las ovejas. El estudio realizado encontró que el tratamiento con el COWP redujo el recuento de huevos fecales en> 85%. El tratamiento con las partículas de alambre de óxido de cobre podría conducir a una menor dependencia de los antihelmínticos porque el COWP permite la reducción del establecimiento de infecciones parasitarias, especialmente si el productor está tratando de reducir la población de larvas en sus pastos. [10]
Investigaciones recientes muestran que las lectinas fugales pueden inhibir el desarrollo larvario. Estas lectinas fúngicas son lectinas de Corprinopsis cinerea - CCL2, CGL2; Lectina Aleuria aurantia - AAL; y aglutinina de Marasmius oreades - MOA. Estas cuatro lectinas tóxicas se unen a estructuras de glicanos específicas que se encuentran en H. controtus . Algunas de estas estructuras de glucanos pueden representar antígenos que no están expuestos al sistema inmunológico del huésped y, por tanto, tienen potencial para el desarrollo de vacunas o fármacos. [11]
Referencias
- ^ Burke, Joan, científico de animales de investigación. Manejo del gusano barbero en ovejas y cabras en el sur de los EE. UU. USDA, ARS, Dale Bumpers Small Farms Research Center, Booneville, AR. >
- ^ "Gusano de poste de barbero ( Haemonchus contortus ) en Australian Wool Limited" . Archivado desde el original el 30 de abril de 2012 . Consultado el 4 de noviembre de 2010 .
- ^ " Haemonchus , Ostertagia y Trichostrongylus spp" . El Manual veterinario de Merck . 2006 . Consultado el 1 de julio de 2007 .
- ^ Chiejina, Samuel N; Behnke, Jerzy M; Fakae, Barineme B (2015). "Hemonchotolerance en cabras enanas de África occidental: contribución al control de helmintos sostenible, libre de antihelmínticos en cabras enanas nigerianas gestionadas tradicionalmente" . Parásito . 22 : 7. doi : 10.1051 / parásito / 2015006 . PMC 4321401 . PMID 25744655 .
- ^ Laing, Roz; Kikuchi, Taisei; Martinelli, Axel; Tsai, Isheng J; Haya, Robin N; Redman, Elizabeth; Holroyd, Nancy; Bartley, David J; Beasley, Helen; Britton, Collette; Curran, David; Devaney, Eileen; Gilabert, Aude; Hunt, Martin; Jackson, Frank; Johnston, Stephanie L; Kryukov, Ivan; Li, Keyu; Morrison, Alison A; Reid, Adam J; Sargison, Neil; Saunders, Gary I; Wasmuth, James D; Wolstenholme, Adrian; Berriman, Matthew; Gilleard, John S; Algodón, James A (2013). "El genoma y transcriptoma de Haemonchus contortus, un parásito modelo clave para el descubrimiento de fármacos y vacunas" . Biología del genoma . 14 (8): R88. doi : 10.1186 / gb-2013-14-8-r88 . PMC 4054779 . PMID 23985316 .
- ^ https://www.sanger.ac.uk/resources/downloads/helminths/haemonchus-contortus.html
- ^ "Haemonchus contortus" . Instituto de investigación Moredun . Moredun . Consultado el 16 de febrero de 2019 .
- ^ Anderson, Samuel. "Resumen de resultados: Encuesta a productores de pequeños rumiantes de Nueva Inglaterra". Northeast IPM Center, 2013. http://www.northeastipm.org/neipm/assets/File/New-England-Small-Ruminant-Survey-Results-2013.pdf
- ^ Tadesse, D; Puchala, R; Gipson, T. A; Portugal, yo; Sahlu, T; Dawson, L. J; Goetsch, A. L (2017). "692 efectos de las condiciones de carga de calor alta en la temperatura rectal, puntuación de jadeo y tasa de respiración de las razas de ovejas de pelo de diferentes regiones de los Estados Unidos" . Revista de ciencia animal . 95 : 337–8. doi : 10.2527 / asasann.2017.692 .
- ^ Soli, F; Terrill, TH; Shaik, SA; Getz, WR; Miller, JE; Vanguru, M; Burke, JM (2010). "Eficacia de las partículas de alambre de óxido de cobre contra nematodos gastrointestinales en ovejas y cabras". Parasitología veterinaria . 168 (1–2): 93–6. doi : 10.1016 / j.vetpar.2009.10.004 . PMID 19931291 .
- ^ Heim, cristiano; Hertzberg, Hubertus; Butschi, Alex; Bleuler-Martínez, Silvia; Aebi, Markus; Deplazes, Peter; Künzler, Markus; Štefanić, Saša (2015). "Inhibición del desarrollo larvario de Haemonchus contortus por lectinas fúngicas" . Parásitos y vectores . 8 : 425. doi : 10.1186 / s13071-015-1032-x . PMC 4539729 . PMID 26283415 .
Otras lecturas
- Newton, S (1995). "Avances en la vacunación de Haemonchus contortus ". Revista Internacional de Parasitología . 25 (11): 1281-1289. doi : 10.1016 / 0020-7519 (95) 00065-a .
- Roberts, L., J. Janovy. 2000. Fundamentos de Parasitología. EE.UU .: The McGraw Hill Companies, Inc ..
- Fetterer, R .; Rhoads, M. (1996). "El papel de la vaina en la resistencia de las larvas en estadio infeccioso de Haemonchus contortus a la digestión proteolítica" . Parasitología veterinaria . 64 (4): 267–276. doi : 10.1016 / 0304-4017 (95) 00926-4 .
- Dorny, P .; Batubara, A .; Iskander, M .; Pandey, V. (1996). "Infecciones por helmintos de ovejas en el norte de Sumatra, Indonesia". Parasitología veterinaria . 61 (3–4): 353–358. doi : 10.1016 / 0304-4017 (95) 00826-8 .