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Espectrómetro de masas utilizado para análisis de proteínas de alto rendimiento.

La espectrometría de masas de proteínas se refiere a la aplicación de la espectrometría de masas al estudio de las proteínas . La espectrometría de masas es un método importante para la determinación y caracterización de masas precisas de proteínas, y se han desarrollado una variedad de métodos e instrumentaciones para sus múltiples usos. Sus aplicaciones incluyen la identificación de proteínas y sus modificaciones postraduccionales , la elucidación de complejos de proteínas, sus subunidades e interacciones funcionales, así como la medición global de proteínas en proteómica . También se puede utilizar para localizar proteínas en los diversos orgánulos y determinar las interacciones entre diferentes proteínas, así como con los lípidos de la membrana. [1] [2]

Los dos métodos principales utilizados para la ionización de proteínas en espectrometría de masas son la ionización por electropulverización (ESI) y la desorción / ionización láser asistida por matriz (MALDI). Estas técnicas de ionización se utilizan junto con analizadores de masas como la espectrometría de masas en tándem . En general, las proteínas se analizan en un enfoque "de arriba hacia abajo " en el que las proteínas se analizan intactas, o en un enfoque "de abajo hacia arriba " en el que las proteínas se digieren primero en fragmentos. En ocasiones, también se puede usar un enfoque intermedio de "medio hacia abajo" en el que se analizan fragmentos de péptidos más grandes.

Historia [ editar ]

La aplicación de la espectrometría de masas para estudiar proteínas se popularizó en la década de 1980 después del desarrollo de MALDI y ESI . Estas técnicas de ionización han jugado un papel importante en la caracterización de proteínas. (MALDI) La ionización por desorción láser asistida por matriz fue acuñada a finales de los 80 por Franz Hillenkamp y Michael Karas . [3] Hillenkamp, ​​Karas y sus colegas investigadores pudieron ionizar el aminoácido alanina mezclándolo con el aminoácido triptófano e irradiado con un láser de pulso de 266 nm. [3] Aunque importante, el avance no se produjo hasta 1987. En 1987, Koichi Tanakautilizó el "método de matriz líquida más metal ultrafino" y biomoléculas ionizadas del tamaño de la proteína carboxipeptidasa-A de 34.472 Da. [4]

En 1968, Malcolm Dole informó sobre el primer uso de ionización por electropulverización con espectrometría de masas. Casi al mismo tiempo que se popularizó MALDI, se citó a John Bennett Fenn por el desarrollo de la ionización por electropulverización. [5] [6] Koichi Tanaka recibió el Premio Nobel de Química 2002 junto con John Fenn y Kurt Wüthrich "por el desarrollo de métodos para la identificación y análisis de estructura de macromoléculas biológicas". [7] Estos métodos de ionización han facilitado enormemente el estudio de proteínas por espectrometría de masas. En consecuencia, la espectrometría de masas de proteínas ahora juega un papel principal en la caracterización de proteínas.

Métodos y enfoques [ editar ]

Técnicas [ editar ]

La espectrometría de masas de proteínas requiere que las proteínas en solución o en estado sólido se conviertan en una forma ionizada en la fase gaseosa antes de inyectarlas y acelerarlas en un campo eléctrico o magnético para su análisis. Los dos métodos principales para la ionización de proteínas son la ionización por electropulverización (ESI) y la desorción / ionización láser asistida por matriz.(MALDI). En la electropulverización, los iones se crean a partir de proteínas en solución y permite ionizar intactas moléculas frágiles, a veces conservando interacciones no covalentes. En MALDI, las proteínas están incrustadas dentro de una matriz normalmente en forma sólida, y los iones se crean mediante pulsos de luz láser. La electropulverización produce más iones con carga múltiple que MALDI, lo que permite la medición de proteínas de alta masa y una mejor fragmentación para la identificación, mientras que MALDI es rápido y es menos probable que se vea afectado por contaminantes, tampones y aditivos. [8]

El análisis de masa de proteína completa se realiza principalmente utilizando MS de tiempo de vuelo (TOF) o resonancia de ciclotrón de iones de transformada de Fourier (FT-ICR). Estos dos tipos de instrumentos son preferibles aquí debido a su amplio rango de masa y, en el caso de FT-ICR, su alta precisión de masa. La ionización por electropulverización de una proteína a menudo da como resultado la generación de múltiples especies cargadas de 800 < m / z <2000 y el espectro resultante se puede desconvolucionar para determinar la masa promedio de la proteína dentro de 50 ppm o mejor usando TOF o instrumentos de trampa de iones .

El análisis de masas de péptidos proteolíticos es un método popular de caracterización de proteínas, ya que se pueden utilizar diseños de instrumentos más baratos para la caracterización. Además, la preparación de la muestra es más fácil una vez que las proteínas completas se han digerido en fragmentos de péptidos más pequeños. El instrumento más utilizado para el análisis de masas de péptidos son los instrumentos MALDI-TOF, ya que permiten la adquisición de huellas dactilares de masas de péptidos (PMF) a un ritmo elevado (se puede analizar 1 PMF en aproximadamente 10 segundos). El tiempo de vuelo de cuadrupolo de múltiples etapas y la trampa de iones de cuadrupolo también encuentran uso en esta aplicación.

Traza cromatográfica y espectros MS / MS de un péptido.

La espectrometría de masas en tándem (MS / MS) se utiliza para medir los espectros de fragmentación e identificar proteínas a alta velocidad y precisión. La disociación inducida por colisión se utiliza en aplicaciones principales para generar un conjunto de fragmentos a partir de un ión peptídico específico. El proceso de fragmentación origina principalmente productos de escisión que se rompen a lo largo de los enlaces peptídicos. Debido a esta simplicidad en la fragmentación, es posible usar las masas de fragmentos observadas para hacer coincidir con una base de datos de masas predichas para una de las muchas secuencias de péptidos dadas. La MS en tándem de iones de proteína completa se ha investigado recientemente utilizando la disociación por captura de electrones y ha demostrado una amplia información de secuencia en principio, pero no es una práctica común.

Enfoques [ editar ]

De acuerdo con el rendimiento y el rango de masas de los espectrómetros de masas disponibles, se utilizan dos enfoques para caracterizar proteínas. En el primero, las proteínas intactas se ionizan mediante cualquiera de las dos técnicas descritas anteriormente y luego se introducen en un analizador de masas. Este enfoque se conoce como estrategia "de arriba hacia abajo " de análisis de proteínas, ya que implica comenzar con toda la masa y luego separarla. Sin embargo, el enfoque de arriba hacia abajo se limita principalmente a estudios de proteína única de bajo rendimiento debido a problemas relacionados con el manejo de proteínas completas, su heterogeneidad y la complejidad de sus análisis. [8]

En el segundo enfoque, denominado MS " ascendente ", las proteínas se digieren enzimáticamente en péptidos más pequeños utilizando una proteasa como la tripsina . Posteriormente, estos péptidos se introducen en el espectrómetro de masas y se identifican mediante huellas dactilares de masas de péptidos o espectrometría de masas en tándem . Por lo tanto, este enfoque utiliza la identificación a nivel de péptido para inferir la existencia de proteínas reconstruidas junto con la detección de repetición de novo . [9]Los fragmentos más pequeños y uniformes son más fáciles de analizar que las proteínas intactas y también se pueden determinar con alta precisión, este enfoque "de abajo hacia arriba" es por lo tanto el método preferido de estudios en proteómica. Un enfoque adicional que está comenzando a ser útil es el enfoque intermedio "medio hacia abajo" en el que se analizan péptidos proteolíticos más grandes que los péptidos trípticos típicos. [8]

Fraccionamiento de proteínas y péptidos [ editar ]

Protocolo de espectrometría de masas

Las proteínas de interés suelen formar parte de una mezcla compleja de múltiples proteínas y moléculas, que coexisten en el medio biológico. Esto presenta dos problemas importantes. Primero, las dos técnicas de ionización utilizadas para moléculas grandes solo funcionan bien cuando la mezcla contiene cantidades aproximadamente iguales de material, mientras que en las muestras biológicas, las diferentes proteínas tienden a estar presentes en cantidades muy diferentes. Si dicha mezcla se ioniza con electrospray o MALDI, las especies más abundantes tienden a "ahogarse" o suprimir las señales de las menos abundantes. En segundo lugar, el espectro de masas de una mezcla compleja es muy difícil de interpretar debido a la abrumadora cantidad de componentes de la mezcla. Esto se ve agravado por el hecho de que la digestión enzimática de una proteína da lugar a una gran cantidad de productos peptídicos.

A la luz de estos problemas, los métodos de electroforesis en gel unidimensional y bidimensional y cromatografía líquida de alta resolución se utilizan ampliamente para la separación de proteínas. El primer método fracciona proteínas completas mediante electroforesis en gel bidimensional . La primera dimensión del gel 2D es el enfoque isoeléctrico (IEF). En esta dimensión, la proteína está separada por su punto isoeléctrico (pI) y la segunda dimensión es la electroforesis en gel de poliacrilamida-SDS (SDS-PAGE). Esta dimensión separa la proteína según su peso molecular. [10]Una vez que se completa este paso, se produce la digestión en gel. En algunas situaciones, puede ser necesario combinar ambas técnicas. Las manchas de gel identificadas en un gel 2D suelen atribuirse a una proteína. Si se desea la identidad de la proteína, normalmente se aplica el método de digestión en gel , donde la mancha de proteína de interés se escinde y se digiere proteolíticamente. Las masas de péptidos que resultan de la digestión se pueden determinar mediante espectrometría de masas usando huellas dactilares de masas de péptidos . Si esta información no permite la identificación inequívoca de la proteína, sus péptidos pueden someterse a espectrometría de masas en tándem para secuenciación de novo.. Se pueden detectar pequeños cambios en la masa y la carga con 2D-PAGE. Las desventajas de esta técnica son su pequeño rango dinámico en comparación con otros métodos, algunas proteínas aún son difíciles de separar debido a su acidez, basicidad, hidrofobicidad y tamaño (demasiado grande o demasiado pequeño). [11]

El segundo método, la cromatografía líquida de alta resolución, se utiliza para fraccionar péptidos después de la digestión enzimática. La caracterización de mezclas de proteínas mediante HPLC / MS también se denomina proteómica de escopeta y MuDPIT (tecnología de identificación de proteínas multidimensional). Una mezcla de péptidos que resulta de la digestión de una mezcla de proteínas se fracciona mediante una o dos etapas de cromatografía líquida. El eluyente de la etapa de cromatografía puede introducirse directamente en el espectrómetro de masas mediante ionización por electropulverización o depositarse en una serie de pequeños puntos para un análisis de masas posterior utilizando MALDI.

Aplicaciones [ editar ]

Identificación de proteínas [ editar ]

Hay dos formas principales de utilizar la EM para identificar proteínas. La toma de huellas dactilares de masas de péptidos utiliza las masas de péptidos proteolíticos como entrada para una búsqueda de una base de datos de masas predichas que surgirían de la digestión de una lista de proteínas conocidas. Si una secuencia de proteína en la lista de referencia da lugar a un número significativo de masas predichas que coinciden con los valores experimentales, existe alguna evidencia de que esta proteína estaba presente en la muestra original. Por lo tanto, los pasos de purificación limitan el rendimiento del enfoque de huellas dactilares de masas de péptidos. La toma de huellas dactilares de la masa de péptidos se puede lograr con MS / MS. [9]

La EM también es el método preferido para la identificación de modificaciones postraduccionales en proteínas, ya que es más ventajoso que otros enfoques, como los métodos basados ​​en anticuerpos. [1]

Secuenciación de novo (péptido) [ editar ]

Artículo principal: secuenciación de péptidos de novo

La secuenciación de péptidos de novo para espectrometría de masas se realiza típicamente sin conocimiento previo de la secuencia de aminoácidos. Es el proceso de asignación de aminoácidos a partir de masas de fragmentos de péptidos de una proteína . La secuenciación de novo ha demostrado su eficacia para confirmar y ampliar los resultados de las búsquedas en bases de datos.

Como la secuenciación de novo se basa en la masa y algunos aminoácidos tienen masas idénticas (por ejemplo, leucina e isoleucina ), la secuenciación manual precisa puede resultar difícil. Por lo tanto, puede ser necesario utilizar una aplicación de búsqueda de homología de secuencia para trabajar en conjunto entre una búsqueda de base de datos y una secuenciación de novo para abordar esta limitación inherente.

La búsqueda en bases de datos tiene la ventaja de identificar secuencias rápidamente, siempre que ya estén documentadas en una base de datos. Otras limitaciones inherentes de la búsqueda en la base de datos incluyen modificaciones / mutaciones de secuencia (algunas búsquedas en la base de datos no tienen en cuenta adecuadamente las alteraciones de la secuencia 'documentada', por lo que se puede perder información valiosa), lo desconocido (si una secuencia no está documentada, no se encontrará ), falsos positivos y datos incompletos y corruptos. [12]

También se puede usar una biblioteca espectral de péptidos anotados como referencia para la identificación de proteínas / péptidos. Ofrece la fuerza única de un espacio de búsqueda reducido y una mayor especificidad. Las limitaciones incluyen que los espectros no incluidos en la biblioteca no se identificarán, los espectros recopilados de diferentes tipos de espectrómetros de masas pueden tener características bastante distintas y los espectros de referencia en la biblioteca pueden contener picos de ruido, lo que puede dar lugar a identificaciones falsas positivas. [13] Se han descrito varios enfoques algorítmicos diferentes para identificar péptidos y proteínas a partir de espectrometría de masas en tándem (MS / MS), secuenciación de péptidos de novo y búsqueda basada en etiquetas de secuencia. [14]

Cuantificación de proteínas [ editar ]

Artículo principal: proteómica cuantitativa
Espectrometría de masas cuantitativa.

Múltiples métodos permiten la cuantificación de proteínas por espectrometría de masas ( proteómica cuantitativa ), [15] y los avances recientes han permitido cuantificar miles de proteínas en células individuales. [16] [17] Normalmente, en una muestra se incorporan isótopos estables (p. Ej., No radiactivos) más pesados de carbono ( 13 C) o nitrógeno ( 15 N), mientras que la otra se marca con los isótopos ligeros correspondientes (p. Ej., 12 C y 14 NORTE). [18]Las dos muestras se mezclan antes del análisis. Los péptidos derivados de las diferentes muestras se pueden distinguir debido a su diferencia de masa. La proporción de sus intensidades máximas corresponde a la proporción de abundancia relativa de los péptidos (y proteínas). Los métodos más populares para el marcado de isótopos son SILAC (marcado de isótopos estables por aminoácidos en cultivo celular), marcado con 18 O catalizado con tripsina , ICAT (marcado de afinidad codificado por isótopos), iTRAQ (etiquetas isobáricas para cuantificación relativa y absoluta). [19] La espectrometría de masas “semicuantitativa” se puede realizar sin etiquetar las muestras. [20]Normalmente, esto se hace con análisis MALDI (en modo lineal). La intensidad del pico, o el área del pico, de moléculas individuales (típicamente proteínas) se correlaciona aquí con la cantidad de proteína en la muestra. Sin embargo, la señal individual depende de la estructura primaria de la proteína, de la complejidad de la muestra y de la configuración del instrumento. Otros tipos de espectrometría de masas cuantitativa "sin marcaje" utilizan los recuentos espectrales (o recuentos de péptidos) de proteínas digeridas como medio para determinar las cantidades relativas de proteínas. [12]

Determinación de la estructura de la proteína [ editar ]

Las características indicativas de la estructura tridimensional de las proteínas se pueden probar con espectrometría de masas de varias formas. [21] Mediante el uso de reticulación química para acoplar partes de la proteína que están cercanas en el espacio, pero muy separadas en secuencia, se puede inferir información sobre la estructura general. Siguiendo el intercambio de protones de amida con deuterio del solvente, es posible probar la accesibilidad al solvente de varias partes de la proteína. [22] La espectrometría de masas de intercambio de hidrógeno-deuterio se ha utilizado para estudiar proteínas y sus conformaciones durante más de 20 años. Este tipo de análisis estructural de proteínas puede ser adecuado para proteínas que son un desafío para otros métodos estructurales.[23] Otra vía interesante en los estudios estructurales de proteínas es el marcaje covalente inducido por láser. En esta técnica, los sitios de la proteína expuestos al disolvente se modifican mediante radicales hidroxilo. Su combinación con mezcla rápida se ha utilizado en estudios de plegamiento de proteínas. [24]

Proteogenómica [ editar ]

En lo que ahora se conoce comúnmente como proteogenómica , los péptidos identificados con espectrometría de masas se utilizan para mejorar las anotaciones de genes (por ejemplo, sitios de inicio de genes) y anotaciones de proteínas. El análisis paralelo del genoma y el proteoma facilita el descubrimiento de modificaciones postraduccionales y eventos proteolíticos, [25] especialmente cuando se comparan múltiples especies. [26]

Referencias [ editar ]

  1. ^ a b Jürgen Cox y Matthias Mann (julio de 2011). "Proteómica cuantitativa de alta resolución para biología de sistemas basados ​​en datos" . Revisión anual de bioquímica . 80 : 273–299. doi : 10.1146 / annurev-biochem-061308-093216 . PMID  21548781 .Mantenimiento de CS1: utiliza el parámetro de autores ( enlace ) - a través de revisiones anuales (se requiere suscripción)
  2. ^ Nelson P. Barrera y Carol V. Robinson (julio de 2011). "Avances en la espectrometría de masas de proteínas de membrana: de proteínas individuales a complejos intactos". Revisión anual de bioquímica . 80 : 247–71. doi : 10.1146 / annurev-biochem-062309-093307 . hdl : 10533/135572 . PMID 21548785 . Mantenimiento de CS1: utiliza el parámetro de autores ( enlace ) - a través de revisiones anuales (se requiere suscripción)
  3. ^ a b Karas, M .; Bachmann, D .; Hillenkamp, ​​F. (1985). "Influencia de la longitud de onda en espectrometría de masas de desorción de láser ultravioleta de alta irradiancia de moléculas orgánicas". Química analítica . 57 (14): 2935–9. doi : 10.1021 / ac00291a042 .
  4. ^ Karas, M .; Bachmann, D .; Bahr, U .; Hillenkamp, ​​F. (1987). "Desorción láser ultravioleta asistida por matriz de compuestos no volátiles". Revista internacional de espectrometría de masas y procesos iónicos . 78 : 53–68. Código bibliográfico : 1987IJMSI..78 ... 53K . doi : 10.1016 / 0168-1176 (87) 87041-6 .
  5. ^ Dole M, Mack LL, Hines RL, Mobley RC, Ferguson LD, Alice MB (1968). "Haces moleculares de macroiones". Revista de Física Química . 49 (5): 2240–2249. Código Bibliográfico : 1968JChPh..49.2240D . doi : 10.1063 / 1.1670391 .
  6. ^ Birendra N. Pramanik; AK Ganguly; Michael L. Gross (28 de febrero de 2002). Espectrometría de masas por electroaspersión aplicada: Serie de espectroscopía práctica . Prensa CRC . págs. 4–. ISBN 978-0-8247-4419-9.
  7. ^ "Comunicado de prensa: el premio Nobel de química 2002" . La Fundación Nobel. 2002-10-09 . Consultado el 2 de abril de 2011 .
  8. ↑ a b c Chait, Brian T. (2011). "Espectrometría de masas en la era posgenómica". Annu Rev Biochem . 80 : 239–46. doi : 10.1146 / annurev-biochem-110810-095744 . PMID 21675917 .  - a través de revisiones anuales (se requiere suscripción)
  9. ↑ a b Trauger, A. Sunia; W. Webb; G. Siuzdak (2002). "Análisis de péptidos y proteínas con espectrometría de masas" . Espectroscopia . 16 (1): 15-28. doi : 10.1155 / 2002/320152 .
  10. ^ W. Wells, G. Wang y SJ Baek (2006). "Estudio comparativo de tres métodos cuantitativos proteómicos, DIGE, cICAT y iTRAQ, utilizando 2D Gel o LC-MALDI TOF / TOF". Revista de investigación del proteoma . 5 (3): 651–658. CiteSeerX 10.1.1.156.5802 . doi : 10.1021 / pr050405o . PMID 16512681 .  
  11. ^ Issaq, J. Haleem y TD Veenstra (2008). "Electroforesis bidimensional en gel de poliacrilamida (2D-PAGE): avances y perspectivas" . BioTechniques . 46 (5): 697–700. doi : 10.2144 / 000112823 . PMID 18474047 . 
  12. ^ a b Bret, Cooper y J. Feng y W. Garrett (2010). "Cuantificación de proteína relativa, sin etiqueta: estadísticas de error de conteo espectral de nueve muestras de MudPIT replicadas" . Espectroscopia . 21 (9): 1534-1546. doi : 10.1016 / j.jasms.2010.05.001 . PMID 20541435 . 
  13. ^ Augustin, Scalbert y L. Brennan y O. Fiehn (2009). "Metabolómica basada en espectrometría de masas: limitaciones y recomendaciones para el progreso futuro con especial énfasis en la investigación en nutrición" . NCBI . 5 (4): 435–458. doi : 10.1007 / s11306-009-0168-0 . PMC 2794347 . PMID 20046865 .  
  14. ^ P. Hernandez, M. Müller y RD Appel (2006). "Identificación de proteínas automatizada por espectrometría de masas en tándem: problemas y estrategias". Revisiones de espectrometría de masas . 25 (2): 235–254. Código Bibliográfico : 2006MSRv ... 25..235H . doi : 10.1002 / mas.20068 . PMID 16284939 . 
  15. ^ Cravatt, Benjamin F .; Simon, Gabriel M .; Yates Iii, John R. (diciembre de 2007). "El impacto biológico de la proteómica basada en espectrometría de masas" . Naturaleza . 450 (7172): 991–1000. doi : 10.1038 / nature06525 . ISSN 1476-4687 . PMID 18075578 . S2CID 205211923 .   
  16. ↑ Slavov, Nikolai (1 de febrero de 2021). "Análisis de proteínas unicelulares por espectrometría de masas" . Opinión actual en biología química . 60 : 1–9. doi : 10.1016 / j.cbpa.2020.04.018 . ISSN 1367-5931 . PMID 32599342 .  
  17. ↑ Slavov, Nikolai (31 de enero de 2020). "Retirada del proteoma en células individuales" . Ciencia . 367 (6477): 512–513. doi : 10.1126 / science.aaz6695 . ISSN 0036-8075 . PMC 7029782 . PMID 32001644 .   
  18. ^ Snijders AP, de Vos MG, Wright PC (2005). "Enfoque novedoso para la cuantificación y secuenciación de péptidos basado en el etiquetado metabólico 15N y 13C". J. Proteome Res . 4 (2): 578–85. doi : 10.1021 / pr0497733 . PMID 15822937 . 
  19. ^ M. Miyagi y KCS Rao (2007). " Estrategias de etiquetado proteolítico 18 O para proteómica cuantitativa". Revisiones de espectrometría de masas . 26 (1): 121-136. Código Bibliográfico : 2007MSRv ... 26..121M . doi : 10.1002 / mas.20116 . PMID 17086517 . 
  20. ^ Haqqani AS, Kelly JF, Stanimirovic DB (2008). "Perfilado cuantitativo de proteínas por espectrometría de masas utilizando proteómica sin etiqueta". Protocolos de genómica . Métodos en Biología Molecular. 439 . págs. 241–56. doi : 10.1007 / 978-1-59745-188-8_17 . ISBN 978-1-58829-871-3. PMID  18370108 .
  21. ^ Z. Zhang; DL Smith (1994). "Sondeo de características estructurales no covalentes de proteínas por espectrometría de masas". Revisiones de espectrometría de masas . 13 (5–6): 411–429. Código Bibliográfico : 1994MSRv ... 13..411S . doi : 10.1002 / mas.1280130503 .
  22. ^ TE Wales y JR Engen (2006). "Espectrometría de masas de intercambio de hidrógeno para el análisis de la dinámica de proteínas". Revisiones de espectrometría de masas . 25 (1): 158-170. Código bibliográfico : 2006MSRv ... 25..158W . doi : 10.1002 / mas.20064 . PMID 16208684 . 
  23. ^ RE Iacob y JR Engen (2012). "Espectrometría de masas de intercambio de hidrógeno: ¿Estamos fuera de las arenas movedizas?" . Revisiones de espectrometría de masas . 23 (6): 1003–1010. Código bibliográfico : 2012JASMS..23.1003I . doi : 10.1007 / s13361-012-0377-z . PMC 3389995 . PMID 22476891 .  
  24. ^ Acciones de BB y L. Konermann (2009). "Caracterización estructural de intermedios de despliegue de proteínas de corta duración mediante marcado oxidativo inducido por láser y espectrometría de masas". Anal. Chem. 81 (1): 20-27. doi : 10.1021 / ac801888h . PMID 19055350 .  
  25. ^ Gupta N .; Tanner S .; Jaitly N .; Adkins JN; Lipton M .; Edwards R .; Romine M .; Osterman A .; Bafna V .; Smith RD; et al. (2007). "Análisis de proteoma completo de modificaciones postraduccionales: aplicaciones de espectrometría de masas para anotación proteogenómica" . Genome Res . 17 (9): 1362-1377. doi : 10.1101 / gr.6427907 . PMC 1950905 . PMID 17690205 .  
  26. ^ Gupta N .; Benhamida J .; Bhargava V .; Goodman D .; Kain E .; Kerman I .; Nguyen N .; Ollikainen N .; Rodríguez J .; Wang J .; et al. (2008). "Proteogenómica comparativa: combinación de espectrometría de masas y genómica comparativa para analizar múltiples genomas" . Genome Res . 18 (7): 1133-1142. doi : 10.1101 / gr.074344.107 . PMC 2493402 . PMID 18426904 .