El código de barras de ADN fúngico es el proceso de identificación de especies del reino biológico Fungi a través de la amplificación y secuenciación de secuencias de ADN específicas y su comparación con secuencias depositadas en una base de datos de códigos de barras de ADN, como la base de datos de referencia ISHAM, [1] o el Código de barras de datos de vida. Sistema (NEGRITA). En este intento, el código de barras de ADN se basa en genes universales que están presentes idealmente en todos los hongos con el mismo grado de variación de secuencia. La variación interespecífica, es decir, la variación entre especies, en el gen de código de barras de ADN elegido debe exceder la variación intraespecífica (dentro de la especie). [2]
Un problema fundamental en la sistemática fúngica es la existencia de etapas teleomórficas y anamórficas en sus ciclos de vida. Estos morfos suelen diferir drásticamente en su apariencia fenotípica , lo que evita una asociación directa del anamorfo asexual con el teleomorfo sexual. Además, las especies de hongos pueden comprender múltiples cepas que pueden variar en su morfología o en rasgos como la utilización de carbono y nitrógeno, lo que a menudo ha llevado a su descripción como especies diferentes, produciendo finalmente largas listas de sinónimos. [3] Los códigos de barras de ADN fúngico pueden ayudar a identificar y asociar las etapas anamórficas y teleomórficas de los hongos y, a través de eso, a reducir la confusa multitud de nombres de hongos. Por esta razón, los micólogos fueron de los primeros en encabezar la investigación de la discriminación de especies mediante secuencias de ADN, [3] [4] [5] [6] [7] [8] al menos 10 años antes que la propuesta de códigos de barras de ADN. para animales por Paul DN Hebert y sus colegas en 2003, quienes popularizaron el término "código de barras de ADN". [9] [10]
El éxito de la identificación de hongos por medio de secuencias de códigos de barras de ADN se mantiene y cae con el aspecto cuantitativo (integridad) y cualitativo (nivel de identificación) de la base de datos de referencia. Sin una base de datos que cubra una amplia gama taxonómica de hongos, muchas consultas de identificación no darán como resultado una coincidencia satisfactoriamente cercana. Del mismo modo, sin un esfuerzo curatorial sustancial para mantener los registros en un alto nivel taxonómico de identificación, las consultas, incluso cuando puedan tener una coincidencia cercana o exacta en la base de datos de referencia, no serán informativas si la coincidencia más cercana solo se identifica con phylum o nivel de clase . [11] [12]
Otro prerrequisito crucial para los códigos de barras de ADN es la capacidad de rastrear sin ambigüedades la procedencia de los datos del código de barras de ADN hasta la muestra originalmente muestreada, la llamada muestra de comprobante. Esta es una práctica común en biología junto con la descripción de nuevos taxones , donde los especímenes de comprobante, en los que se basa la descripción taxonómica, se convierten en los especímenes tipo . Cuando la identidad de un determinado taxón (o una secuencia genética en el caso de los códigos de barras de ADN) está en duda, la muestra original se puede volver a examinar para revisar e idealmente resolver el problema. Las muestras de comprobantes deben estar claramente etiquetadas como tales, incluido un identificador de comprobante permanente que conecte de forma inequívoca la muestra con los datos del código de barras de ADN derivados de ella. Además, estos especímenes de cupones deben depositarse en repositorios de acceso público, como colecciones científicas o herbarios, para preservarlos para referencia futura y facilitar la investigación con los especímenes depositados. [13]
Marcadores de ADN de código de barras
Espaciador transcrito interno (ITS): el código de barras fúngico principal
En los hongos, el espaciador transcrito interno ( ITS ) es una región de aproximadamente 600 pares de bases en el grupo de genes de repetición en tándem ribosómico del genoma nuclear . La región está flanqueada por las secuencias de ADN de la subunidad ribosómica pequeña (SSU) o subunidad 18S en el extremo 5 ', y por la subunidad grande (LSU) o subunidad 28S en el extremo 3'. [14] [15] El propio espaciador transcrito interno consta de dos partes, ITS1 e ITS2 , que están separadas entre sí por la subunidad 5.8S anidada entre ellas. Al igual que las subunidades flanqueantes 18S y 28S, la subunidad 5.8S contiene una secuencia de ADN altamente conservada, ya que codifican partes estructurales del ribosoma , que es un componente clave en la síntesis de proteínas intracelulares .
Debido a varias ventajas de ITS (ver más abajo) y una gran cantidad de datos de secuencia acumulados en la década de 1990 y principios de la de 2000, Begerow et al. (2010) y Schoch et al. (2012) propuso la región ITS como región de código de barras de ADN principal para la identificación genética de hongos . [12] [2]
Imprimaciones
Las regiones flanqueantes conservadas de 18S y 28S sirven como puntos de anclaje para los cebadores utilizados para la amplificación por PCR de la región ITS . [16] Además, la región 5.8S anidada conservada permite la construcción de cebadores "internos", es decir, cebadores que se unen a secuencias complementarias dentro de la región ITS. White y col. (1990) propuso tales cebadores internos, denominados ITS2 e ITS3, junto con los cebadores flanqueantes ITS1 e ITS4 en la subunidad 18S y 28S, respectivamente. [16] Debido a su aplicabilidad casi universal a la secuenciación de ITS en hongos, estos cebadores todavía se utilizan ampliamente en la actualidad. Los cebadores optimizados específicamente para la secuenciación de ITS en Dikarya (que comprende Basidiomycota y Ascomycota ) han sido propuestos por Toju et al. (2012). [17]
Para la mayoría de los hongos, los cebadores ITS propuestos por White et al. (1990) se han convertido en los cebadores estándar utilizados para la amplificación por PCR. Estos cebadores son: [16]
Cebadores de avance:
| Imprimaciones inversas:
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Ventajas y defectos.
Una de las principales ventajas de usar la región ITS como marcador molecular y código de barras de ADN fúngico es que todo el grupo de genes ribosómicos está dispuesto en repeticiones en tándem, es decir, en múltiples copias. [15] Esto permite su amplificación por PCR y secuenciación de Sanger incluso a partir de pequeñas muestras de material (dado que el ADN no está fragmentado debido a la edad u otras influencias degenerativas ). [14] Por lo tanto, generalmente se observa una alta tasa de éxito de la PCR cuando se amplifica ITS . Sin embargo, esta tasa de éxito varía mucho entre los grupos de hongos, desde el 65% en los que no son Dikarya (incluyendo la ahora parafilética Mucoromycotina , Chytridiomycota y Blastocladiomycota ) hasta el 100% en Saccharomycotina y Basidiomycota [2] (con la excepción de muy poco éxito en Pucciniomycotina ). [18] Además, la elección de cebadores para la amplificación de ITS puede introducir sesgos hacia ciertos grupos de hongos taxonómicos . [19] Por ejemplo, los cebadores ITS "universales" [16] no logran amplificar aproximadamente el 10% de las muestras fúngicas analizadas. [18]
Las repeticiones en tándem del grupo de genes ribosómicos causan el problema de la heterogeneidad significativa de la secuencia intragenómica observada entre las copias ITS de varios grupos de hongos. [20] [21] [22] En la secuenciación de Sanger, esto hará que las lecturas de la secuencia ITS de diferentes longitudes se superpongan entre sí, lo que podría hacer que el cromatógrafo resultante sea ilegible. Además, debido a la naturaleza no codificante de la región ITS que puede conducir a una cantidad sustancial de indeles , es imposible alinear consistentemente secuencias ITS de especies altamente divergentes para análisis filogenéticos a mayor escala. [9] [14] El grado de heterogeneidad de la secuencia intragenómica se puede investigar con más detalle mediante la clonación molecular de las secuencias ITS inicialmente amplificadas por PCR, seguida de la secuenciación de los clones. Este procedimiento de amplificación inicial por PCR, seguido de la clonación de los amplicones y finalmente la secuenciación de los productos de PCR clonados es el método más común para obtener secuencias de ITS para la metabarcoding de ADN de muestras ambientales, en las que una multitud de diferentes especies de hongos pueden estar presentes simultáneamente. Sin embargo, este enfoque de secuenciación después de la clonación rara vez se realizó para las secuencias ITS que componen las bibliotecas de referencia utilizadas para la identificación asistida por códigos de barras de ADN, lo que potencialmente da una subestimación de la variación de la secuencia ITS existente en muchas muestras. [23]
La media aritmética ponderada de la variabilidad de ITS intraespecífica (dentro de la especie) entre hongos es del 2,51%. Sin embargo, esta variabilidad puede oscilar entre 0%, por ejemplo, en Serpula lacrymans (n = 93 muestras), más de 0,19% en Tuber melanosporum (n = 179) y hasta 15,72% en Rhizoctonia solani (n = 608), o incluso 24,75% en Pisolithus tinctorius (n = 113). En casos de alta variabilidad intraespecífica de ITS , la aplicación de un umbral de variabilidad de secuencia del 3%, un valor canónico superior para la variación intraespecífica, conducirá, por lo tanto, a una estimación más alta de unidades taxonómicas operativas (OTU), es decir, especies putativas, de lo que realmente existe. están en una muestra. [24] En el caso de las especies de hongos de importancia médica, un umbral más estricto de variabilidad de ITS del 2,5% permite que sólo alrededor del 75% de todas las especies se identifiquen con precisión a nivel de especie. [1]
Por otro lado, los complejos de especies o especies hermanas morfológicamente bien definidos, pero evolutivamente jóvenes, solo pueden diferir (si es que lo hacen) en unos pocos nucleótidos de las secuencias ITS . Depender únicamente de los datos del código de barras ITS para la identificación de dichos pares o complejos de especies puede oscurecer la diversidad real y conducir a una identificación errónea si no se acompaña de la investigación de características morfológicas y ecológicas y / o la comparación de marcadores genéticos de diagnóstico adicionales . [18] [23] [25] [26] Para algunos taxones, ITS (o su parte ITS2 ) no es lo suficientemente variable como código de barras de ADN fúngico, como por ejemplo se ha mostrado en Aspergillus , Cladosporium , Fusarium y Penicillium . [27] [28] [29] [30] Los esfuerzos para definir un valor umbral universalmente aplicable de la variabilidad de ITS que demarque la variabilidad intraespecífica de la interespecífica (entre especies), por lo tanto, siguen siendo inútiles. [24]
No obstante, la probabilidad de una identificación correcta de la especie con la región ITS es alta en Dikarya , y especialmente en Basidiomycota , donde incluso la parte ITS1 suele ser suficiente para identificar la especie. [31] Sin embargo, su poder de discriminación es reemplazado en parte por el de la subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II dirigida por ADN (ver también más abajo). [2]
Debido a las deficiencias de ITS ' como código de barras de ADN fúngico primario, se expresó la necesidad de establecer un segundo marcador de código de barras de ADN. [9] Se hicieron varios intentos para establecer otros marcadores genéticos que pudieran servir como códigos de barras de ADN adicionales, [18] [32] [33] similar a la situación en las plantas , donde los genes plastidiales rbcL , matK y trnH ‐ psbA , también ya que los ITS nucleares se utilizan a menudo en combinación para códigos de barras de ADN. [34]
Factor de elongación traslacional 1α (TEF1α): el código de barras fúngico secundario
El factor de elongación traduccional 1α forma parte del complejo del factor de elongación eucariótico 1 , cuya función principal es facilitar el alargamiento de la cadena de aminoácidos de un polipéptido durante el proceso de traducción de la expresión génica . [35]
Stielow y col. (2015) investigaron el gen TEF1α , entre varios otros, como un marcador genético potencial para los códigos de barras del ADN de los hongos. En general, se considera que el gen TEF1α que codifica el factor de elongación de traducción 1α tiene una tasa de mutación lenta y, por lo tanto, es más adecuado para investigar divisiones más antiguas más profundas en la historia filogenética de un grupo de organismos. A pesar de esto, los autores concluyen que TEF1α es el candidato más prometedor para un marcador de código de barras de ADN adicional en hongos, ya que también presenta regiones de secuencia con tasas de mutación más altas. [18] Después de esto, se estableció una base de datos de referencia con control de calidad y se fusionó con la base de datos ISHAM-ITS previamente existente para códigos de barras de ADN ITS de hongos [1] para formar la base de datos ISHAM. [36]
TEF1α se ha utilizado con éxito para identificar una nueva especie de Cantharellus de Texas y distinguirla de una especie morfológicamente similar. [37] En los géneros Ochroconis y Verruconis (Sympoventuriaceae, Venturiales), sin embargo, el marcador no permite la distinción de todas las especies. [38] TEF1α también se ha utilizado en análisis filogenéticos a nivel de género, por ejemplo, en el caso de Cantharellus [39] y la Beauveria entomopatógena , [40] y para la filogenética de linajes fúngicos que divergen temprano. [41]
Imprimaciones
Los cebadores de TEF1α utilizados en el cribado a gran escala del rendimiento de genes candidatos de códigos de barras de ADN de Stielow et al. (2015) fueron el cebador directo EF1-983F con la secuencia 5'-GCYCCYGGHCAYCGTGAYTTYAT-3 ' , y el cebador inverso EF1-1567R con la secuencia 5'-ACHGTRCCRATACCACCRATCTT-3 ' . [40] Además, se desarrollaron varios cebadores nuevos, con el par de cebadores en negrita, lo que resultó en un éxito de amplificación promedio alto del 88%: [18]
Cebadores de avance:
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Los cebadores utilizados para la investigación de Rhizophydiales y especialmente Batrachochytrium dendrobatidis , un patógeno de anfibios, son el cebador directo tef1F con la secuencia de nucleótidos. 5'-TACAARTGYGGTGGTATYGACA-3 ' , y el cebador inverso tef1R con la secuencia 5'-ACNGACTTGACYTCAGTRGT-3 ' . [42] Estos cebadores también amplificaron con éxito la mayoría de las especies de Cantharellus investigadas por Buyck et al. (2014), con la excepción de unas pocas especies para las que se desarrollaron cebadores más específicos: el cebador directo tef-1Fcanth con la secuencia 5'-AGCATGGGTDCTYGACAAG-3 ' , y el cebador inverso tef-1Rcanth con la secuencia 5'-CCAATYTTRTAYACATCYTGGAG-3 ' . [39]
Dominio D1 / D2 del ARN ribosómico LSU
El dominio D1 / D2 es parte del ARN ribosómico de la subunidad grande nuclear ( 28S ) y, por lo tanto, está ubicado en el mismo grupo de genes de repetición en tándem ribosómico que el espaciador transcrito interno ( ITS ). Pero a diferencia de las secuencias ITS no codificantes, el dominio D1 / D2 contiene una secuencia codificante. Con aproximadamente 600 pares de bases, tiene aproximadamente la misma longitud de secuencia de nucleótidos que ITS , [43] lo que hace que la amplificación y secuenciación sean bastante sencillas, una ventaja que ha llevado a la acumulación de una gran cantidad de datos de secuencia D1 / D2 especialmente para levaduras . [3] [7] [43]
Con respecto a la identificación molecular de levaduras basidiomicetosas, D1 / D2 (o ITS ) se puede usar solo. [43] Sin embargo, Fell et al. (2000) y Scorzetti et al. (2002) recomiendan el análisis combinado de las regiones D1 / D2 e ITS , [3] [43] una práctica que luego se convirtió en la información estándar requerida para describir nuevos taxones de levaduras asco- y basidiomicetosas. [14] Al intentar identificar los primeros linajes de hongos divergentes, el estudio de Schoch et al. (2012), al comparar el rendimiento de identificación de diferentes marcadores genéticos, mostró que la subunidad grande (así como la subunidad pequeña ) del ARN ribosómico funciona mejor que ITS o RPB1 . [2]
Imprimaciones
Para levaduras basidiomicetosas, el cebador directo F63 con la secuencia 5'-GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3 ' , y el cebador inverso LR3 con la secuencia 5'-GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3 ' se han utilizado con éxito para la amplificación por PCR del dominio D1 / D23. [3] El dominio D1 / D2 de levaduras ascomicetas como Candida se puede amplificar con el cebador directo NL-1 (secuencia: 5'-GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3 ' ) y el cebador inverso NL-4 (secuencia: 5'-GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3 ' ). [6]
Subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II
La subunidad RPB1 de la ARN polimerasa II es la subunidad más grande de la ARN polimerasa II . En Saccharomyces cerevisiae , está codificado por el gen RPO21 . [45] El éxito de la amplificación por PCR de RPB1 depende en gran medida del taxón, oscilando entre el 70 y el 80% en Ascomycota y el 14% en los linajes fúngicos divergentes tempranos. [2] Aparte de los primeros linajes divergentes, RPB1 tiene una alta tasa de identificación de especies en todos los grupos de hongos. En Pezizomycotina, rica en especies , incluso supera a ITS. [2]
En un estudio que comparó el rendimiento de identificación de cuatro genes, RPB1 se encontraba entre los genes más efectivos al combinar dos genes en el análisis: el análisis combinado con ITS o con la subunidad grande del ARN ribosómico arrojó el mayor éxito de identificación. [2]
Otros estudios también utilizaron RPB2 , la segunda subunidad más grande de la ARN polimerasa II, por ejemplo, para estudiar las relaciones filogenéticas entre especies del género Cantharellus [39] o para un estudio filogenético que arroje luz sobre las relaciones entre los linajes tempranos divergentes en el hongo Reino. [41]
Imprimaciones
Los cebadores que amplifican con éxito RPB1, especialmente en Ascomycota, son el cebador directo RPB1-Af con la secuencia 5'-GARTGYCCDGGDCAYTTYGG-3 ' , y el cebador inverso RPB1-Ac-RPB1-Cr con la secuencia 5'-CCNGCDATNTCRTTRTCCATRTA-3 ' . [2]
Espaciador intergénico (IGS) de genes de ARN ribosómico
El espaciador intergénico ( IGS ) es la región de ADN no codificante entre las repeticiones en tándem individuales del grupo de genes ribosomales en el genoma nuclear , a diferencia del espaciador transcrito interno (ITS) que se encuentra dentro de estas repeticiones en tándem.
IGS se ha utilizado con éxito para la diferenciación de cepas de Xanthophyllomyces dendrorhous [46] , así como para la distinción de especies en el género psicrófilo Mrakia ( Cystofilobasidiales ). [47] Debido a estos resultados, se ha recomendado IGS como marcador genético para la diferenciación adicional (junto con D1 / D2 e ITS ) de especies estrechamente relacionadas e incluso cepas dentro de una especie en levaduras basidiomicetas. [3]
Otros marcadores genéticos
El gen de la subunidad I de la citocromo c oxidasa ( COI ) supera a ITS en el código de barras de ADN de las especies de Penicillium (Ascomycota), con códigos de barras específicos de especie para el 66% de las especies investigadas frente al 25% en el caso de ITS . Además, una parte del gen de la β-tubulina A ( BenA ) exhibe una resolución taxonómica más alta para distinguir especies de Penicillium en comparación con COI e ITS . [48] Sin embargo, en el complejo de Aspergillus niger estrechamente relacionado , el COI no es lo suficientemente variable para la discriminación de especies. [49] En Fusarium , COI exhibe parálogos en muchos casos, y las copias homólogas no son lo suficientemente variables para distinguir especies. [50]
COI también se desempeña mal en la identificación de royas basidiomicotas del orden Pucciniales debido a la presencia de intrones . Incluso cuando se supera el obstáculo de los intrones, ITS y el ARNr de LSU ( 28S ) superan al COI como marcador de código de barras de ADN. [51] En la subdivisión Agaricomycotina , el éxito de la amplificación por PCR fue pobre para COI , incluso con múltiples combinaciones de cebadores. Las muestras de COI secuenciadas con éxito también incluyeron intrones y posibles copias parálogas, como se informó para Fusarium . [50] [52] Se encontró que Agaricus bisporus contiene hasta 19 intrones, lo que hace que el gen COI de esta especie sea el más largo registrado, con 29,902 nucleótidos. [53] Aparte de los problemas sustanciales de secuenciar COI , COI e ITS generalmente funcionan igualmente bien para distinguir los hongos basidiomycote. [52]
La topoisomerasa I ( TOP1 ) fue investigada como candidato de código de barras de ADN adicional por Lewis et al. (2011) basado endatos de proteomas , con el par de cebadores universales desarrollado [32] siendo posteriormente probado en muestras reales por Stielow et al. (2015). El cebador directo TOP1_501-F con la secuencia 5'-TGTAAAACGACGGCCAGT-ACGAT-ACTGCCAAGGTTTTCCGTACHTACAACGC-3 ' (donde la primera sección marca la cola del cebador delantero universal M13, la segunda parte que consiste en ACGAT un espaciador y la tercera parte el cebador real) e invierta el cebador TOP1_501-R con 5'-CAGGAAACAGCTATGA-CCCAGTCCTCGTCAACWGACTTRATRGCCCA-3 ' (la primera sección que marca la cola del cebador inverso universal M13, la segunda parte el cebador inverso TOP1 real) amplifica un fragmento de aproximadamente 800 pares de bases. [18]
Se descubrió que TOP1 es un marcador candidato de código de barras de ADN prometedor para los ascomicetos, donde puede distinguir especies en los géneros Fusarium y Penicillium , en los que el código de barras ITS primario funciona mal. Sin embargo, se observa un escaso éxito de amplificación con los cebadores universales TOP1 en linajes de hongos y basidiomicetos que divergen temprano, excepto Pucciniomycotina (donde el éxito de ITS PCR es escaso). [18]
Al igual que TOP1 , la fosfoglicerato quinasa ( PGK ) se encontraba entre los marcadores genéticos investigados por Lewis et al. (2011) y Stielow et al. (2015) como posibles códigos de barras adicionales de ADN fúngico. Se desarrollaron varios cebadores universales, [32] con el par de cebadores PGK533, que amplifica un fragmento de aproximadamente 1000 pares de bases, siendo el más exitoso en la mayoría de los hongos excepto en los basidiomicetos. Al igual que TOP1 , PGK es superior a ITS en la diferenciación de especies en géneros de ascomicetos como Penicillium y Fusarium , y tanto PGK como TOP1 funcionan tan bien como TEF1α para distinguir especies estrechamente relacionadas en estos géneros. [18]
Aplicaciones
Seguridad alimenticia
Un proyecto de ciencia ciudadana investigó el consenso entre el etiquetado de hongos secos vendidos comercialmente y los resultados de los códigos de barras de ADN de estos hongos. Se encontró que todas las muestras estaban correctamente etiquetadas. Sin embargo, un obstáculo fue la falta de fiabilidad de las bases de datos de referencia de ITS en términos del nivel de identificación, ya que las tres bases de datos utilizadas para la comparación de secuencias de ITS dieron resultados de identificación diferentes en algunas de las muestras. [54] [55]
El etiquetado correcto de los hongos destinados al consumo también fue investigado por Raja et al. (2016), que utilizó la región ITS para códigos de barras de ADN de hongos secos, polvos de micelio y cápsulas de suplementos dietéticos . En solo el 30% de las 33 muestras, la etiqueta del producto indicaba correctamente el nombre del hongo binomial . En otro 30%, el nombre del género era correcto, pero el epíteto de la especie no coincidía, y en el 15% de los casos ni siquiera el nombre del género del binomio dado en la etiqueta del producto coincidía con el resultado del código de barras ITS obtenido . Para el 25% restante de las muestras, no se pudo obtener ninguna secuencia ITS . [56]
Xiang y col. (2013) demostraron que utilizando secuencias ITS , el hongo oruga Ophiocordyceps sinensis , de gran valor comercial, y sus versiones falsificadas ( O. nutans , O. robertsii , Cordyceps cicadae , C. gunnii , C. militaris y la planta Ligularia hodgsonii ) pueden ser identificado de forma fiable a nivel de especie. [57]
Hongos patógenos
Un estudio de Vi Hoang et al. (2019) se centró en la precisión de la identificación de hongos patógenos utilizando marcadores de código de barras tanto primario ( ITS ) como secundario ( TEF1α ). Sus resultados muestran que en Diutina (un segregado de Candida [58] ) y Pichia , la identificación de especies es sencilla con ITS o TEF1α , así como con una combinación de ambos. En el conjunto de Lodderomyces , que contiene tres de las cinco especies patógenas de Candida más comunes ( C. albicans , C. dubliniensis y C. parapsilosis ), ITS no pudo distinguir Candida orthopsilosis y C. parapsilosis , que forman parte del complejo Candida parapsilosis. de especies estrechamente relacionadas. [59] TEF1α , por otro lado, permitió la identificación de todas las especies investigadas del clado Lodderomyces . Se obtuvieron resultados similares para las especies de Scedosporium , que se atribuyen a una amplia gama de enfermedades localizadas e invasivas: ITS no pudo distinguir entre S. apiospermum y S. boydii , mientras que con TEF1α todas las especies investigadas de este género pudieron identificarse con precisión. Por lo tanto, este estudio subraya la utilidad de aplicar más de un marcador de código de barras de ADN para la identificación de especies de hongos. [60]
Conservación del patrimonio cultural
El código de barras de ADN fúngico se ha aplicado con éxito a la investigación de fenómenos de zorra , una de las principales preocupaciones en la conservación de documentos en papel . Sequeira et al. (2019) secuenciaron ITS a partir de manchas foxing y encontraron Chaetomium globosum , Ch. murorum , cap. nigricolor , Chaetomium sp., Eurotium rubrum , Myxotrichum deflexum , Penicillium chrysogenum , P. citrinum , P. commune , Penicillium sp. y Stachybotrys chartarum para habitar las manchas de papel investigadas. [61]
Otro estudio investigó hongos que actúan como agentes biodegradantes en la Catedral Vieja de Coimbra , parte de la Universidad de Coimbra , un sitio del patrimonio mundial de la UNESCO . Al secuenciar el código de barras ITS de diez muestras con las técnicas clásicas de secuenciación de Sanger y de Illumina de última generación , identificaron 49 especies de hongos. Aspergillus versicolor , Cladosporium cladosporioides , C. sphaerospermum , C. tenuissimum , Epicoccum nigrum , Parengyodontium album , Penicillium brevicompactum , P. crustosum , P. glabrum , Talaromyces amestolkiae y T. stollii fueron las especies más comunes aisladas de las muestras. [62]
Otro estudio sobre objetos del patrimonio cultural investigó la diversidad de hongos en un lienzo pintado por Paula Rego utilizando la subregión ITS2 del marcador ITS . En total, se observaron 387 OTU (especies putativas) en 117 géneros de 13 clases diferentes de hongos. [63]
Ver también
- Código de barras de ADN
- Código de barras de ADN microbiano
- Código de barras de ADN de polen
- Códigos de barras de ADN en la evaluación de la dieta
- Consorcio para el código de barras de la vida
Referencias
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