Las nitrogenasas son enzimas ( EC 1.18.6.1 EC 1.19.6.1 ) que son producidas por ciertas bacterias , como las cianobacterias (bacterias azul verdosas). Estas enzimas son responsables de la reducción del nitrógeno (N 2 ) a amoniaco (NH 3 ). Las nitrogenasas son la única familia de enzimas que se sabe que catalizan esta reacción, que es un paso clave en el proceso de fijación de nitrógeno . La fijación de nitrógeno es necesaria para todas las formas de vida, siendo el nitrógeno esencial para la biosíntesis de moléculas (nucleótidos , aminoácidos ) que crean plantas, animales y otros organismos. Están codificados por los genes Nif u homólogos. Están relacionados con la protoclorofilida reductasa .
Nitrogenasa | ||||||||
---|---|---|---|---|---|---|---|---|
Identificadores | ||||||||
CE no. | 1.18.6.1 | |||||||
No CAS. | 9013-04-1 | |||||||
Bases de datos | ||||||||
IntEnz | Vista IntEnz | |||||||
BRENDA | Entrada BRENDA | |||||||
FÁCIL | NiceZyme vista | |||||||
KEGG | Entrada KEGG | |||||||
MetaCyc | camino metabólico | |||||||
PRIAM | perfil | |||||||
Estructuras PDB | RCSB PDB PDBe PDBsum | |||||||
|
Oxidorreductasa tipo nitrogenasa (componente 1 subunidad alfa / beta) | ||||||||
---|---|---|---|---|---|---|---|---|
Identificadores | ||||||||
Símbolo | Oxidored_nitro | |||||||
Pfam | PF00148 | |||||||
InterPro | IPR000510 | |||||||
SCOP2 | 1mio / SCOPe / SUPFAM | |||||||
|
Proteína de hierro nitrogenasa NifH (componente 2) | |
---|---|
Identificadores | |
Símbolo | NifH |
InterPro | IPR005977 |
CATH | 1fp6 |
SCOP2 | d1fp6a_ / SCOPe / SUPFAM |
CDD | cd02040 |
Subunidad delta de nitrogenasa alternativa (componente 1) | ||||||||
---|---|---|---|---|---|---|---|---|
Identificadores | ||||||||
Símbolo | AnfG_VnfG | |||||||
Pfam | PF03139 | |||||||
InterPro | IPR004349 | |||||||
|
Clasificación y estructura
Aunque la formación en equilibrio de amoníaco a partir de hidrógeno y nitrógeno moleculares tiene una entalpía de reacción negativa general (), la energía de activación es muy alta (). [1] La nitrogenasa actúa como catalizador , reduciendo esta barrera energética de modo que la reacción puede tener lugar a temperatura ambiente.
Un montaje habitual consta de dos componentes:
- La proteína heterotetramérica MoFe, una nitrogenasa que utiliza los electrones proporcionados para reducir el N 2 a NH 3 . En algunos ensamblajes se reemplaza por una alternativa homóloga.
- La proteína homodimérica solo de Fe , la reductasa que tiene un alto poder reductor y es responsable del suministro de electrones.
Reductasa
La proteína Fe, la dinitrogenasa reductasa o NifH, es un dímero de subunidades idénticas que contiene un grupo [Fe 4 S 4 ] y tiene una masa de aproximadamente 60-64 kDa. [2] La función de la proteína Fe es transferir electrones de un agente reductor , como ferredoxina o flavodoxina, a la proteína nitrogenasa. La transferencia de electrones requiere un aporte de energía química que proviene de la unión e hidrólisis del ATP . La hidrólisis de ATP también provoca un cambio conformacional dentro del complejo nitrogenasa, acercando la proteína Fe y la proteína MoFe para facilitar la transferencia de electrones. [3]
Nitrogenasa
La proteína MoFe es un heterotetrámero que consta de dos subunidades α y dos subunidades β, con una masa de aproximadamente 240-250 kDa. [2] La proteína MoFe también contiene dos grupos de hierro-azufre , conocidos como grupos P, ubicados en la interfaz entre las subunidades α y β y dos cofactores de FeMo , dentro de las subunidades α. El estado de oxidación del Mo en estas nitrogenasas se pensaba anteriormente como Mo (V), pero la evidencia más reciente es para Mo (III). [4] (El molibdeno en otras enzimas generalmente se une a la molibdopterina como Mo (VI) completamente oxidado).
- El núcleo (Fe 8 S 7 ) del grupo P toma la forma de dos cubos [Fe 4 S 3 ] unidos por un átomo de azufre central. Cada grupo P está unido covalentemente a la proteína MoFe por seis residuos de cisteína.
- Cada cofactor de FeMo (Fe 7 MoS 9 C) consta de dos grupos no idénticos: [Fe 4 S 3 ] y [MoFe 3 S 3 ], que están unidos por tres iones sulfuro. Cada cofactor de FeMo está unido covalentemente a la subunidad α de la proteína por un residuo de cisteína y un residuo de histidina .
Los electrones de la proteína Fe ingresan a la proteína MoFe en los grupos P, que luego transfieren los electrones a los cofactores FeMo. Cada cofactor de FeMo actúa como un sitio para la fijación de nitrógeno, con la unión de N 2 en la cavidad central del cofactor.
Variaciones
La proteína MoFe puede ser reemplazada por nitrogenasas alternativas en ambientes bajos en el cofactor de Mo. Se conocen dos tipos de tales nitrogenasas: el tipo vanadio-hierro (VFe; Vnf ) y el tipo hierro-hierro (FeFe; Anf ). Ambos forman un conjunto de dos subunidades α, dos subunidades β y dos subunidades δ (a veces γ). Las subunidades delta son homólogas entre sí, y las subunidades alfa y beta en sí mismas son homólogas a las que se encuentran en la nitrogenasa de MoFe. Los grupos de genes también son homólogos y estas subunidades son intercambiables hasta cierto punto. Todas las nitrogenasas usan un grupo central de Fe-S similar, y las variaciones vienen en el cofactor metálico. [5] [6]
La Anf nitrogenasa de Azotobacter vinelandii está organizada en un operón anfHDGKOR . Este operón todavía requiere algunos de los genes Nif para funcionar. Se ha construido un operón de 10 genes mínimo diseñado que incorpora estos genes esenciales adicionales. [7]
Mecanismo
Mecanismo general
La nitrogenasa es una enzima responsable de catalizar la fijación de nitrógeno , que es la reducción de nitrógeno (N 2 ) a amoníaco (NH 3 ) y un proceso vital para sustentar la vida en la Tierra. [8] Hay tres tipos de nitrogenasa que se encuentran en varias bacterias fijadoras de nitrógeno: molibdeno (Mo) nitrogenasa, vanadio (V) nitrogenasa y solo hierro (Fe) nitrogenasa. [9] Molibdeno nitrogenasa, que se puede encontrar en diazótrofos como los rizobios asociados a leguminosas , [10] [11] es la nitrogenasa que se ha estudiado más extensamente y, por lo tanto, está mejor caracterizada. [9] Las Figuras 1-2 muestran la estructura cristalina y los componentes catalíticos clave de la nitrogenasa de molibdeno extraída de Azotobacter vinelandii . La nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de hierro solo se pueden encontrar en especies seleccionadas de Azotobacter como una nitrogenasa alternativa. [10] [12] Las ecuaciones 1 y 2 muestran las reacciones equilibradas de la fijación de nitrógeno en la nitrogenasa de molibdeno y la nitrogenasa de vanadio, respectivamente.
- N 2 + 8 H + + 8 e - + 16 MgATP → 2 NH 3 + H 2 + 16 MgADP + 16 P i [8]
( 1 )
- N 2 + 14 H + + 12 e - + 40 MgATP → 2 NH 4 + + 3 H 2 + 40 MgADP + 40 P i [13]
( 2 )
Todas las nitrogenasas son sistemas de dos componentes formados por el Componente I (también conocido como dinitrogenasa) y el Componente II (también conocido como dinitrogenasa reductasa). El componente I es una proteína MoFe en la nitrogenasa de molibdeno, una proteína VFe en la nitrogenasa de vanadio y una proteína Fe en la nitrogenasa de solo hierro. [8] El Componente II es una proteína de Fe que contiene el grupo Fe-S (Figura 3: arriba), que transfiere electrones al Componente I. [12] El Componente I contiene 2 grupos de metales clave: el grupo P (Figura 3: medio ) y el cofactor FeMo (FeMo-co) (Figura 3: parte inferior). El Mo se reemplaza por V o Fe en la nitrogenasa de vanadio y la nitrogenasa de solo hierro respectivamente. [8] Durante la catálisis, los electrones fluyen desde un par de moléculas de ATP dentro del Componente II al grupo Fe-S, al grupo P, y finalmente al FeMo-co, donde tiene lugar la reducción de N 2 a NH 3 .
Modelo cinético de Lowe-Thorneley
La reducción de nitrógeno a dos moléculas de amoniaco se lleva a cabo en el FeMo-co del Componente I después de la adición secuencial de equivalentes de protones y electrones del Componente II. [8] Las mediciones de cinética de flujo detenido , congelación y estado estacionario realizadas en los años 70 y 80 por Lowe, Thorneley y otros proporcionaron una base cinética para este proceso. [14] [15] El modelo cinético de Lowe-Thorneley (LT) (representado en la Figura 4) se desarrolló a partir de estos experimentos y documenta las ocho transferencias de protones y electrones correlacionadas necesarias a lo largo de la reacción. [8] [14] [15] Cada etapa intermedia se representa como E n donde n = 0-8, correspondiente al número de equivalentes transferidos. Se requiere la transferencia de cuatro equivalentes antes de la adición productiva de N 2 , aunque también es posible la reacción de E 3 con N 2 . [14] En particular, se ha demostrado que la reducción de nitrógeno requiere 8 equivalentes de protones y electrones en contraposición a los 6 equivalentes predichos por la reacción química equilibrada. [dieciséis]
Intermedios E 0 a E 4
La caracterización espectroscópica de estos intermedios ha permitido una mayor comprensión de la reducción de nitrógeno por la nitrogenasa, sin embargo, el mecanismo sigue siendo un área activa de investigación y debate. A continuación se enumeran brevemente experimentos espectroscópicos para los intermedios antes de la adición de nitrógeno:
E 0 : este es el estado de reposo de la enzima antes de que comience la catálisis. EPR espectáculos de caracterización que esta especie tiene un giro de 3 / 2 . [17]
E 1 : el intermedio reducido de un electrón ha quedado atrapado durante el recambio bajo N 2 . La espectroscopia de Mӧssbauer del intermedio atrapado indica que el FeMo-co es un espín entero mayor que 1. [18]
E 2 - Se propone que este intermedio contenga el grupo de metales en su estado de oxidación en reposo con los dos electrones agregados almacenados en un hidruro puente y el protón adicional unido a un átomo de azufre. El aislamiento de este intermedio en programas de enzimas mutadas que el FeMo-co es alto espín y tiene un espín de 3 / 2 . [19]
E 3 - Se propone que este intermedio sea el FeMo-co reducido individualmente con un hidruro puente y un protón. [8]
E 4 : denominado intermedio de Jano por el dios romano de las transiciones , este intermedio se coloca después de exactamente la mitad de las transferencias de protones de electrones y puede decaer de nuevo a E 0 o continuar con la unión de nitrógeno y finalizar el ciclo catalítico. Se propone que este intermedio contenga el FeMo-co en su estado de oxidación en reposo con dos hidruros puente y dos protones enlazados con azufre. [8] Este intermedio se observó por primera vez utilizando técnicas de enfriamiento por congelación con una proteína mutada en la que el residuo 70, un aminoácido valina, se reemplaza con isoleucina. [20] Esta modificación impide el acceso del sustrato al FeMo-co. La caracterización EPR de este intermedio aislado muestra una nueva especie con un giro de ½. Los experimentos de ENDOR han proporcionado información sobre la estructura de este intermedio, revelando la presencia de dos hidruros puente. [20] 95 Mo y 57 Fe ENDOR muestran que los hidruros forman un puente entre dos centros de hierro. [21] El crio recocido del intermedio atrapado a -20 ° C da como resultado la pérdida sucesiva de dos equivalentes de hidrógeno tras la relajación, lo que demuestra que el intermedio aislado es compatible con el estado E 4 . [8] La desintegración de E 4 a E 2 + H 2 y finalmente a E 0 y 2H 2 ha confirmado la señal EPR asociada con el intermedio E 2 . [8]
Los intermedios anteriores sugieren que el grupo de metales se cicla entre su estado de oxidación original y un estado de reducción simple con electrones adicionales almacenados en hidruros. Alternativamente, se ha propuesto que cada paso implica la formación de un hidruro y que el grupo de metales en realidad cicla entre el estado de oxidación original y un estado de oxidación simple. [8]
Vías distales y alternas para la fijación de N 2
Si bien el mecanismo para la fijación de nitrógeno antes del complejo Janus E 4 está generalmente acordado, actualmente existen dos hipótesis para la vía exacta en la segunda mitad del mecanismo: la vía "distal" y la "alternante" (ver Figura 5) . [8] [22] [23] En la vía distal, el nitrógeno terminal se hidrogena primero, libera amoniaco y luego se hidrogena el nitrógeno unido directamente al metal. En la ruta alterna, se agrega un hidrógeno al nitrógeno terminal, luego se agrega un hidrógeno al nitrógeno unido directamente al metal. Este patrón alterno continúa hasta que se libera amoníaco. [8] [22] [23] Debido a que cada vía favorece un conjunto único de intermediarios, los intentos de determinar cuál es la correcta se han centrado generalmente en el aislamiento de dichos intermedios, como el nitrido en la vía distal, [24] y el diazeno e hidracina en la vía alterna. [8] Los intentos de aislar los intermedios en la propia nitrogenasa hasta ahora no han tenido éxito, pero el uso de complejos modelo ha permitido el aislamiento de intermedios que soportan ambos lados dependiendo del centro metálico utilizado. [8] Los estudios con Mo generalmente apuntan hacia una vía distal, mientras que los estudios con Fe generalmente apuntan hacia una vía alterna. [8] [22] [23] [25] [26]
El apoyo específico para la vía distal se ha derivado principalmente del trabajo de Schrock y Chatt, quienes aislaron con éxito el complejo de nitrido utilizando Mo como centro metálico en un complejo modelo. [24] [27] El apoyo específico para la vía alterna proviene de algunos estudios. Se ha demostrado que los grupos de modelos de solo hierro reducen catalíticamente el N 2 . [25] [26] También se ha demostrado que los pequeños grupos de tungsteno siguen una ruta alterna para la fijación de nitrógeno. [28] La vanadio nitrogenasa libera hidracina, un intermedio específico del mecanismo alterno. [8] [29] Sin embargo, la falta de intermedios caracterizados en la propia enzima nativa significa que ninguna de las vías ha sido definitivamente probada. Además, se ha encontrado que los estudios computacionales apoyan a ambos lados, dependiendo de si se supone que el sitio de reacción está en Mo (distal) o en Fe (alternando) en el cofactor de MoFe. [8] [22] [23]
Mecanismo de unión de MgATP
La unión de MgATP es uno de los eventos centrales que ocurren en el mecanismo empleado por la nitrogenasa. La hidrólisis del grupo fosfato terminal de MgATP proporciona la energía necesaria para transferir electrones de la proteína Fe a la proteína MoFe. [30] Las interacciones de unión entre los grupos fosfato MgATP y los amino ácidos residuos de la proteína Fe son bien comprendidas por comparación con enzimas similares, mientras que las interacciones con el resto de la molécula son más difícil de alcanzar debido a la falta de un cristal de proteína Fe estructura con MgATP unido (a partir de 1996). [31] Se ha demostrado que tres residuos de proteínas tienen interacciones significativas con los fosfatos, como se muestra en la Figura 6. [14] En ausencia de MgATP, existe un puente salino entre el residuo 15, lisina y el residuo 125, ácido aspártico . [31] Al unirse, este puente de sal se interrumpe. La mutagénesis de sitio específico ha demostrado que cuando la lisina se sustituye por una glutamina , la afinidad de la proteína por el MgATP se reduce considerablemente [32] y cuando la lisina se sustituye por una arginina , el MgATP no puede unirse debido a que el puente salino es demasiado fuerte. [33] Se ha demostrado la necesidad de ácido aspártico específico en el sitio 125 al observar una reactividad alterada tras la mutación de este residuo a ácido glutámico . [34] El tercer residuo que ha demostrado ser clave para la unión de MgATP es el residuo 16, serina . Se utilizó mutagénesis específica de sitio para demostrar este hecho. [34] Esto ha llevado a un modelo en el que la serina permanece coordinada con el ion Mg 2+ después de la hidrólisis del fosfato para facilitar su asociación con un fosfato diferente de la ahora molécula ADP. [35] La unión de MgATP también induce cambios conformacionales significativos dentro de la proteína Fe. [14] Se empleó mutagénesis dirigida al sitio para crear mutantes en los que MgATP se une pero no induce un cambio conformacional. [36] La comparación de los datos de dispersión de rayos X en los mutantes con los de la proteína de tipo salvaje llevó a la conclusión de que toda la proteína se contrae al unirse a MgATP, con una disminución en el radio de aproximadamente 2,0 Å. [36]
Otros detalles mecanicistas
Se desconocen muchos aspectos mecanicistas de la catálisis . No se ha informado de análisis cristalográficos sobre sustrato unido a nitrogenasa.
La nitrogenasa es capaz de reducir el acetileno, pero es inhibida por el monóxido de carbono, que se une a la enzima y, por lo tanto, evita la unión del dinitrógeno. El dinitrógeno previene la unión del acetileno, pero el acetileno no inhibe la unión del dinitrógeno y solo requiere un electrón para la reducción a etileno . [37] Debido a las propiedades oxidativas del oxígeno , la mayoría de las nitrogenasas son inhibidas irreversiblemente por el dioxígeno , que oxida degradativamente los cofactores de Fe-S. [ cita requerida ] Esto requiere mecanismos para que los fijadores de nitrógeno protejan la nitrogenasa del oxígeno in vivo . A pesar de este problema, muchos utilizan oxígeno como aceptor de electrones terminales para la respiración. [ cita requerida ] Aunque la capacidad de algunos fijadores de nitrógeno como Azotobacteraceae para emplear una nitrogenasa lábil al oxígeno en condiciones aeróbicas se ha atribuido a una alta tasa metabólica , lo que permite la reducción del oxígeno en la membrana celular , se ha cuestionado la eficacia de dicho mecanismo a concentraciones de oxígeno superiores a 70 μM (la concentración ambiental es 230 μM de O 2 ), así como durante limitaciones adicionales de nutrientes. [38]
Reacciones inespecíficas
Además de la reducción de dinitrógeno, las nitrogenasas también reducen los protones a dihidrógeno , lo que significa que la nitrogenasa también es una deshidrogenasa . A continuación se muestra una lista de otras reacciones llevadas a cabo por nitrogenasas: [39] [40]
- HC≡CH → H 2 C = CH 2
- N - = N + = O → N 2 + H 2 O
- N = N = N - → N 2 + NH 3
- C≡N-→ CH 4 , NH 3 , H 3 C – CH 3 , H 2 C = CH 2 (CH 3 NH 2 )
- N≡C – R → RCH 3 + NH 3
- C≡N – R → CH 4 , H 3 C – CH 3 , H 2 C = CH 2 , C 3 H 8 , C 3 H 6 , RNH 2
- O = C = S → CO + H 2 S [41] [42]
- O = C = O → CO + H 2 O [41]
- S = C = N - → H 2 S + HCN [42]
- O = C = N - → H 2 O + HCN , CO + NH 3 [42]
Además, el dihidrógeno funciona como un inhibidor competitivo , [43] el monóxido de carbono funciona como un inhibidor no competitivo , [39] [40] y el disulfuro de carbono funciona como un inhibidor de equilibrio rápido [41] de la nitrogenasa.
También se ha demostrado que las nitrogenasas de vanadio catalizan la conversión de CO en alcanos mediante una reacción comparable a la síntesis de Fischer-Tropsch .
Organismos que sintetizan nitrogenasa
Hay dos tipos de bacterias que sintetizan nitrogenasa y son necesarias para la fijación de nitrógeno. Estos son:
- Bacterias de vida libre (no simbióticas ), los ejemplos incluyen:
- Cianobacterias (algas verde azuladas)
- Bacterias de azufre verde
- Azotobacter
- Bacterias mutualistas (simbióticas), los ejemplos incluyen:
- Rhizobium , asociado con leguminosas plantas
- Spirillum , asociado conpastos de cereales
- Frankia
Similitud con otras proteínas
Las tres subunidades de la nitrogenasa exhiben una similitud de secuencia significativa con las tres subunidades de la versión independiente de la luz de la protoclorofilida reductasa que realiza la conversión de la protoclorofilida en clorofila . Esta proteína está presente en las gimnospermas, algas y bacterias fotosintéticas, pero las angiospermas la han perdido durante la evolución. [44]
Por separado, dos de las subunidades de nitrogenasa (NifD y NifH) tienen homólogos en metanógenos que no fijan nitrógeno, por ejemplo, Methanocaldococcus jannaschii . [45] Poco se sabe acerca de la función de estos genes nif de "clase IV" , [46] aunque se encuentran en muchos metanógenos. En M. jannaschii se sabe que interactúan entre sí y se expresan constitutivamente. [45]
Medida de la actividad nitrogenasa
Como ocurre con muchos ensayos de actividad enzimática, es posible estimar la actividad nitrogenasa midiendo la tasa de conversión del sustrato (N 2 ) en el producto (NH 3 ). Dado que el NH 3 está involucrado en otras reacciones en la célula, a menudo es deseable marcar el sustrato con 15 N para proporcionar contabilidad o "balance de masa" del sustrato agregado. Un ensayo más común, el ensayo de reducción de acetileno o ARA, estima la actividad de la nitrogenasa aprovechando la capacidad de la enzima para reducir el gas acetileno a gas etileno. Estos gases se cuantifican fácilmente mediante cromatografía de gases. [47] Aunque se utilizó por primera vez en un entorno de laboratorio para medir la actividad nitrogenasa en extractos de células de Clostridium pasteurianum , ARA se ha aplicado a una amplia gama de sistemas de prueba, incluidos estudios de campo donde otras técnicas son difíciles de implementar. Por ejemplo, ARA se utilizó con éxito para demostrar que las bacterias asociadas con las raíces del arroz experimentan ritmos estacionales y diurnos en la actividad nitrogenasa, que aparentemente estaban controlados por la planta. [48]
Desafortunadamente, la conversión de datos de ensayos de nitrogenasa a moles reales de N 2 reducidos (particularmente en el caso de ARA), no siempre es sencilla y puede subestimar o sobrestimar la tasa real por una variedad de razones. Por ejemplo, el H 2 compite con el N 2 pero no el acetileno por la nitrogenasa (lo que conduce a sobreestimaciones de la nitrogenasa por ARA). Los ensayos basados en botella o cámara pueden producir impactos negativos en los sistemas microbianos como resultado de la contención o alteración del microambiente a través de la manipulación, lo que lleva a una subestimación de la nitrogenasa. A pesar de estas debilidades, estos ensayos son muy útiles para evaluar tasas relativas o patrones temporales en la actividad nitrogenasa.
Ver también
- Fijación de nitrogeno
- Fijación biológica de nitrógeno
Referencias
- ^ Modak JM (2002). "Proceso de Haber para la síntesis de amoníaco" . Resonancia . 7 (9): 69–77. doi : 10.1007 / bf02836187 .
- ^ a b Burges BK, Lowe DJ (1996). "Mecanismo de la nitrogenasa de molibdeno". Revisiones químicas . 96 (7): 2983-3011. doi : 10.1021 / cr950055x . PMID 11848849 .
- ^ Lawson DM, Smith BE (2002). "Nitrogenasas de molibdeno: una visión cristalográfica y mecanicista". Iones metálicos en sistemas biológicos . 39 : 75-119. PMID 11913144 .
- ^ Bjornsson R, Delgado-Jaime MU, Lima FA, Sippel D, Schlesier J, Weyhermüller T, Einsle O, Neese F, DeBeer S (2015). "Molibdeno L-Edge XAS Spectra of MoFe Nitrogenase" . Z Anorg Allg Chem . 641 (1): 65–71. doi : 10.1002 / zaac.201400446 . PMC 4510703 . PMID 26213424 .
- ^ Hales BJ (2004). "Nitrogenasa de vanadio". Catalizadores para la Fijación de Nitrógeno: Nitrogenasas, Modelos Químicos Relevantes y Procesos Comerciales . Springer Holanda. págs. 255-279. doi : 10.1007 / 978-1-4020-3611-8_10 . ISBN 978-1-4020-3611-8.
- ^ Schneider K, Mueller A (2004). "Nitrogenasa sólo de hierro: características catalíticas, estructurales y espectroscópicas excepcionales". Catalizadores para la Fijación de Nitrógeno: Nitrogenasas, Modelos Químicos Relevantes y Procesos Comerciales . Springer Holanda. págs. 281-307. doi : 10.1007 / 978-1-4020-3611-8_11 . ISBN 978-1-4020-3611-8.
- ^ Yang J, Xie X, Wang X, Dixon R, Wang YP (septiembre de 2014). "Reconstrucción y requisitos mínimos de genes para la nitrogenasa alternativa sólo de hierro en Escherichia coli" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 111 (35): E3718-25. Código Bibliográfico : 2014PNAS..111E3718Y . doi : 10.1073 / pnas.1411185111 . PMC 4156695 . PMID 25139995 .
- ^ a b c d e f g h i j k l m n o p q r Hoffman BM, Lukoyanov D, Yang ZY, Dean DR, Seefeldt LC (abril de 2014). "Mecanismo de fijación de nitrógeno por nitrogenasa: la siguiente etapa" . Revisiones químicas . 114 (8): 4041–62. doi : 10.1021 / cr400641x . PMC 4012840 . PMID 24467365 .
- ^ a b Peters JW, Szilagyi RK (abril de 2006). "Explorando nuevas fronteras de estructura y mecanismo de nitrogenasa". Opinión actual en biología química . Química bioinorgánica / Biocatálisis y biotransformación. 10 (2): 101–8. doi : 10.1016 / j.cbpa.2006.02.019 . PMID 16510305 .
- ^ a b Rubio LM, Ludden PW (2008). "Biosíntesis del cofactor hierro-molibdeno de la nitrogenasa" . Revisión anual de microbiología . 62 (1): 93-111. doi : 10.1146 / annurev.micro.62.081307.162737 . PMID 18429691 .
- ^ Franche C, Lindström K, Elmerich C (diciembre de 2008). "Bacterias fijadoras de nitrógeno asociadas a plantas leguminosas y no leguminosas" . Planta y suelo . 321 (1–2): 35–59. doi : 10.1007 / s11104-008-9833-8 . ISSN 0032-079X .
- ^ a b Schneider K, Müller A (enero de 2004). Smith BE, Richards RL, Newton WE (eds.). Catalizadores para la fijación de nitrógeno . Fijación de nitrógeno: orígenes, aplicaciones y progreso de la investigación. Springer Holanda. págs. 281-307. doi : 10.1007 / 978-1-4020-3611-8_11 . ISBN 978-90-481-6675-6.
- ^ Sippel D, Einsle O (10 de julio de 2017). "La estructura de la nitrogenasa de vanadio revela un ligando puente inusual" . Biología química de la naturaleza . 13 (9): 956–960. doi : 10.1038 / nchembio.2428 . PMC 5563456 . PMID 28692069 .
- ^ a b c d e Burgess BK, Lowe DJ (noviembre de 1996). "Mecanismo de la nitrogenasa de molibdeno". Revisiones químicas . 96 (7): 2983-3012. doi : 10.1021 / cr950055x . PMID 11848849 .
- ^ a b Wilson PE, Nyborg AC, Watt GD (julio de 2001). "Duplicación y extensión del modelo cinético de Thorneley y Lowe para catálisis de nitrogenasa de Klebsiella pneumoniae utilizando una plataforma de software MATHEMATICA". Química biofísica . 91 (3): 281-304. doi : 10.1016 / S0301-4622 (01) 00182-X . PMID 11551440 .
- ^ Simpson FB, Burris RH (junio de 1984). "Una presión de nitrógeno de 50 atmósferas no evita la evolución de hidrógeno por la nitrogenasa". Ciencia . 224 (4653): 1095–7. Código bibliográfico : 1984Sci ... 224.1095S . doi : 10.1126 / science.6585956 . PMID 6585956 .
- ^ Barney BM, Lee HI, Dos Santos PC, Hoffman BM, Dean DR, Seefeldt LC (mayo de 2006). "Rompiendo el triple enlace N2: conocimientos sobre el mecanismo de la nitrogenasa". Dalton Transactions (19): 2277–84. doi : 10.1039 / B517633F . PMID 16688314 .
- ^ Yoo SJ, Angove HC, Papaefthymiou V, Burgess BK, Münck E (mayo de 2000). "Estudio de Mössbauer de la proteína MoFe de la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii mediante el enriquecimiento selectivo de 57Fe de los centros M". Revista de la Sociedad Química Estadounidense . 122 (20): 4926–4936. doi : 10.1021 / ja000254k .
- ^ Lukoyanov D, Barney BM, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (enero de 2007). "Conexión de intermedios de nitrogenasa con el esquema cinético para la reducción de N2 mediante un protocolo de relajación e identificación del estado de unión de N2" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 104 (5): 1451–5. Código Bibliográfico : 2007PNAS..104.1451L . doi : 10.1073 / pnas.0610975104 . PMC 1785236 . PMID 17251348 .
- ^ a b Igarashi RY, Laryukhin M, Dos Santos PC, Lee HI, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (mayo de 2005). "Atrapamiento de H- unido al sitio activo del cofactor FeMo-nitrogenasa durante la evolución de H2: caracterización por espectroscopía ENDOR". Revista de la Sociedad Química Estadounidense . 127 (17): 6231–41. doi : 10.1021 / ja043596p . PMID 15853328 .
- ^ Doan PE, Telser J, Barney BM, Igarashi RY, Dean DR, Seefeldt LC, Hoffman BM (noviembre de 2011). "La espectroscopia ENDOR de 57Fe y el análisis de 'inventario de electrones' del intermedio nitrogenasa E4 sugieren que el núcleo de iones metálicos del cofactor FeMo circula a través de un solo par redox" . Revista de la Sociedad Química Estadounidense . 133 (43): 17329–40. doi : 10.1021 / ja205304t . PMC 3232045 . PMID 21980917 .
- ^ a b c d Neese F (diciembre de 2005). "El ciclo de Yandulov / Schrock y la reacción de la nitrogenasa: vías de fijación de nitrógeno estudiadas por la teoría funcional de la densidad". Angewandte Chemie . 45 (2): 196–9. doi : 10.1002 / anie.200502667 . PMID 16342309 .
- ^ a b c d Hinnemann B, Nørskov JK (2008). "Catálisis por enzimas: la síntesis biológica de amoníaco" . Temas en Catálisis . 37 (1): 55–70. doi : 10.1007 / s11244-006-0002-0 .
- ^ a b Schrock RR (diciembre de 2005). "Reducción catalítica de dinitrógeno a amoníaco en un solo centro de molibdeno" . Cuentas de Investigación Química . 38 (12): 955–62. doi : 10.1021 / ar0501121 . PMC 2551323 . PMID 16359167 .
- ^ a b Rodríguez MM, Bill E, Brennessel WW, Holland PL (noviembre de 2011). "Nreducción e hidrogenación a amoniaco por un complejo molecular de hierro-potasio" . Ciencia . 334 (6057): 780–3. Código Bibliográfico : 2011Sci ... 334..780R . doi : 10.1126 / science.1211906 . PMC 3218428 . PMID 22076372 .
- ^ a b Anderson JS, Rittle J, Peters JC (septiembre de 2013). "Conversión catalítica de nitrógeno a amoníaco por un complejo modelo de hierro" . Naturaleza . 501 (7465): 84–7. Código Bibliográfico : 2013Natur.501 ... 84A . doi : 10.1038 / nature12435 . PMC 3882122 . PMID 24005414 .
- ^ Chatt J, Dilworth JR, Richards RL (1978). "Avances recientes en la química de la fijación de nitrógeno". Chem. Rev . 78 (6): 589–625. doi : 10.1021 / cr60316a001 .
- ^ Murakami J, Yamaguchi W (14 de mayo de 2012). "La reducción de N2 por grupos de tungsteno soportados da un modelo del proceso por nitrogenasa" . Informes científicos . 2 : 407. Código Bibliográfico : 2012NatSR ... 2E.407M . doi : 10.1038 / srep00407 . PMC 3350986 . PMID 22586517 .
- ^ Dilworth MJ, Eady RR (julio de 1991). "La hidracina es un producto de la reducción de dinitrógeno por la vanadio-nitrogenasa de Azotobacter chroococcum" . La revista bioquímica . 277 (2): 465–8. doi : 10.1042 / bj2770465 . PMC 1151257 . PMID 1859374 .
- ^ Hageman RV, Burris RH (junio de 1978). "La nitrogenasa y la nitrogenasa reductasa se asocian y disocian con cada ciclo catalítico" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 75 (6): 2699–702. Código Bibliográfico : 1978PNAS ... 75.2699H . doi : 10.1073 / pnas.75.6.2699 . PMC 392630 . PMID 275837 .
- ^ a b Georgiadis MM, Komiya H, Chakrabarti P, Woo D, Kornuc JJ, Rees DC (septiembre de 1992). "Estructura cristalográfica de la proteína de hierro nitrogenasa de Azotobacter vinelandii". Ciencia . 257 (5077): 1653–9. Código Bibliográfico : 1992Sci ... 257.1653G . doi : 10.1126 / science.1529353 . PMID 1529353 .
- ^ Seefeldt LC, Morgan TV, Dean DR, Mortenson LE (abril de 1992). "Mapeo del sitio (s) de interacción de MgATP y MgADP con la nitrogenasa de Azotobacter vinelandii. La lisina 15 de la proteína de hierro juega un papel importante en la interacción de MgATP" . La revista de química biológica . 267 (10): 6680–8. PMID 1313018 .
- ^ Ryle MJ, Lanzilotta WN, Mortenson LE, Watt GD, Seefeldt LC (junio de 1995). "Evidencia de un papel central de la lisina 15 de la proteína de hierro nitrogenasa de Azotobacter vinelandii en la unión de nucleótidos y cambios conformacionales de proteínas" . La revista de química biológica . 270 (22): 13112–7. doi : 10.1074 / jbc.270.22.13112 . PMID 7768906 .
- ^ a b Wolle D, Dean DR, Howard JB (noviembre de 1992). "Transducción de señales de racimo de nucleótidos-hierro-azufre en la proteína de hierro nitrogenasa: el papel de Asp125". Ciencia . 258 (5084): 992–5. Código Bibliográfico : 1992Sci ... 258..992W . doi : 10.1126 / science.1359643 . PMID 1359643 .
- ^ "Espectros de resonancia magnética nuclear de adenosina di y trifosfato". Revista de Química Biológica . 237 : 176-181. 1962.
- ^ a b Chen L, Gavini N, Tsuruta H, Eliezer D, Burgess BK, Doniach S, Hodgson KO (febrero de 1994). "Cambios conformacionales inducidos por MgATP en la proteína de hierro de Azotobacter vinelandii, según lo estudiado por dispersión de rayos X de ángulo pequeño" . La revista de química biológica . 269 (5): 3290–4. PMID 8106367 .
- ^ Seefeldt LC, Dance IG, Dean DR (febrero de 2004). "Interacciones del sustrato con nitrogenasa: Fe versus Mo". Bioquímica . 43 (6): 1401–9. doi : 10.1021 / bi036038g . PMID 14769015 .
- ^ Oelze J (octubre de 2000). "Protección respiratoria de la nitrogenasa en especies de Azotobacter: ¿es una hipótesis ampliamente sostenida respaldada de manera inequívoca por evidencia experimental?" . Reseñas de Microbiología FEMS . 24 (4): 321–33. doi : 10.1111 / j.1574-6976.2000.tb00545.x . PMID 10978541 .
- ^ a b Rivera-Ortiz JM, Burris RH (agosto de 1975). "Interacciones entre sustratos e inhibidores de la nitrogenasa" . Revista de bacteriología . 123 (2): 537–45. doi : 10.1128 / JB.123.2.537-545.1975 . PMC 235759 . PMID 1150625 .
- ^ a b Schrauzer GN (agosto de 1975). "Simulación no enzimática de reacciones de nitrogenasa y el mecanismo de fijación biológica de nitrógeno". Angewandte Chemie . 14 (8): 514-22. doi : 10.1002 / anie.197505141 . PMID 810048 .
- ^ a b c Seefeldt LC, Rasche ME, Ensign SA (abril de 1995). "Sulfuro de carbonilo y dióxido de carbono como nuevos sustratos, y disulfuro de carbono como nuevo inhibidor de la nitrogenasa". Bioquímica . 34 (16): 5382–9. doi : 10.1021 / bi00016a009 . PMID 7727396 .
- ^ a b c Rasche ME, Seefeldt LC (julio de 1997). "Reducción de tiocianato, cianato y disulfuro de carbono por nitrogenasa: caracterización cinética y análisis espectroscópico EPR". Bioquímica . 36 (28): 8574–85. doi : 10.1021 / bi970217e . PMID 9214303 .
- ^ Guth JH, Burris RH (octubre de 1983). "Inhibición de la formación de NH3 catalizada por nitrogenasa por H2". Bioquímica . 22 (22): 5111–22. doi : 10.1021 / bi00291a010 . PMID 6360203 .
- ^ Li J, Goldschmidt-Clermont M, Timko MP (diciembre de 1993). "Se requiere chlB codificado por cloroplastos para la actividad protoclorofilida reductasa independiente de la luz en Chlamydomonas reinhardtii" . La célula vegetal . 5 (12): 1817–29. doi : 10.1105 / tpc.5.12.1817 . PMC 160407 . PMID 8305874 .
- ^ a b Staples CR, Lahiri S, Raymond J, Von Herbulis L, Mukhophadhyay B, Blankenship RE (octubre de 2007). "Expresión y asociación de homólogos de NifD y NifH nitrogenasa del grupo IV en la arqueona Methanocaldococcus jannaschii no fijadora de nitrógeno" . Revista de bacteriología . 189 (20): 7392–8. doi : 10.1128 / JB.00876-07 . PMC 2168459 . PMID 17660283 .
- ^ Raymond J, Siefert JL, Staples CR, Blankenship RE (marzo de 2004). "La historia natural de la fijación de nitrógeno" . Biología Molecular y Evolución . 21 (3): 541–54. doi : 10.1093 / molbev / msh047 . PMID 14694078 .
- ^ Dilworth MJ (octubre de 1966). "Reducción de acetileno mediante preparaciones fijadoras de nitrógeno de Clostridium pasteurianum". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Temas generales . 127 (2): 285–94. doi : 10.1016 / 0304-4165 (66) 90383-7 . PMID 5964974 .
- ^ Sims GK, Dunigan EP (1984). "Variaciones diurnas y estacionales en la actividad nitrogenasa ( reducción de C 2 H 2 ) de las raíces del arroz". Biología y Bioquímica del Suelo . 16 : 15-18. doi : 10.1016 / 0038-0717 (84) 90118-4 .
Otras lecturas
- Zumft WG, Mortenson LE (marzo de 1975). "El complejo de bacterias fijadoras de nitrógeno". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reseñas sobre bioenergética . 416 (1): 1–52. doi : 10.1016 / 0304-4173 (75) 90012-9 . PMID 164247 .
enlaces externos
- Medios relacionados con la nitrogenasa en Wikimedia Commons