La cromatografía electrocinética micelar ( MEKC ) es una técnica de cromatografía utilizada en química analítica . Es una modificación de la electroforesis capilar (CE), que extiende su funcionalidad a analitos neutros, [1] donde las muestras se separan por partición diferencial entre micelas (fase pseudo-estacionaria) y una solución tampón acuosa circundante (fase móvil). [2]
Los métodos básicos de configuración y detección utilizados para MEKC son los mismos que se utilizan en CE. La diferencia es que la solución contiene un tensioactivo en una concentración mayor que la concentración micelar crítica (CMC). Por encima de esta concentración, los monómeros tensioactivos están en equilibrio con las micelas.
En la mayoría de las aplicaciones, MEKC se realiza en capilares abiertos en condiciones alcalinas para generar un fuerte flujo electroosmótico . El dodecilsulfato de sodio (SDS) es el tensioactivo más utilizado en las aplicaciones de MEKC. El carácter aniónico de los grupos sulfato de SDS hace que el tensioactivo y las micelas tengan una movilidad electroforética que es contraria a la dirección del fuerte flujo electroosmótico . Como resultado, los monómeros tensioactivos y las micelas migran con bastante lentitud, aunque su movimiento neto sigue siendo hacia el cátodo . [3] Durante una separación MEKC, los analitos se distribuyen entre el interior hidrofóbico de la micela y la solución tampón hidrofílica como se muestra en la figura 1 .
Los analitos que son insolubles en el interior de las micelas deben migrar a la velocidad de flujo electroosmótico,, y ser detectado en el tiempo de retención del búfer, . Los analitos que se solubilizan completamente dentro de las micelas (analitos que son altamente hidrofóbicos) deben migrar a la velocidad de las micelas,, y eluir en el tiempo de elución final,. [4]
Teoría
La velocidad de la micela se define por:
dónde es la velocidad electroforética de una micela. [4]
El tiempo de retención de una muestra determinada debe depender del factor de capacidad, :
dónde es el número total de moles de soluto en la micela yes el total de moles en la fase acuosa. [4] El tiempo de retención de un soluto debe estar dentro del rango:
Los analitos cargados tienen una interacción más compleja en el capilar porque exhiben movilidad electroforética, participan en interacciones electrostáticas con la micela y participan en el reparto hidrofóbico. [5]
La fracción de la muestra en la fase acuosa, , es dado por:
dónde es la velocidad de migración del soluto. [4] El valor también se puede expresar en términos del factor de capacidad:
Usando la relación entre la velocidad, la longitud del tubo desde el extremo de la inyección hasta la celda del detector () y tiempo de retención, , y , se puede formular una relación entre el factor de capacidad y los tiempos de retención: [5]
El término adicional encerrado entre paréntesis explica la movilidad parcial de la fase hidrófoba en MEKC. [5] Esta ecuación se asemeja a una expresión derivada deen cromatografía de lecho compacto convencional :
Se puede usar una reordenación de la ecuación anterior para escribir una expresión para el factor de retención: [6]
De esta ecuación se puede ver que todos los analitos que se dividen fuertemente en la fase micelar (donde es esencialmente ∞) migrar al mismo tiempo, . En la cromatografía convencional, la separación de compuestos similares se puede mejorar mediante elución en gradiente . En MEKC, sin embargo, se deben utilizar técnicas para extender el rango de elución para separar los analitos fuertemente retenidos. [5]
Los intervalos de elución se pueden ampliar mediante varias técnicas, incluido el uso de modificadores orgánicos , ciclodextrinas y sistemas de micelas mixtas. Los alcoholes de cadena corta o acetonitrilo se pueden utilizar como modificadores orgánicos que disminuyen y para mejorar la resolución de analitos que coeluyen con la fase micelar. Sin embargo, estos agentes pueden alterar el nivel de EOF. Las ciclodextrinas son polisacáridos cíclicos que forman complejos de inclusión que pueden provocar una partición hidrófoba competitiva del analito. Dado que los complejos de analito-ciclodextrina son neutros, migrarán hacia el cátodo a una velocidad mayor que la de las micelas cargadas negativamente. Los sistemas de micelas mixtas, como el que se forma al combinar SDS con el tensioactivo no iónico Brij-35, también se pueden usar para alterar la selectividad de MEKC. [5]
Aplicaciones
La simplicidad y eficiencia de MEKC lo han convertido en una técnica atractiva para una variedad de aplicaciones. Otras mejoras se pueden hacer a la selectividad de MEKC añadiendo quirales selectores quirales o agentes tensioactivos para el sistema. Desafortunadamente, esta técnica no es adecuada para el análisis de proteínas porque las proteínas son generalmente demasiado grandes para dividirse en una micela de tensioactivo y tienden a unirse a los monómeros de tensioactivo para formar complejos SDS-proteína. [7]
Las aplicaciones recientes de MEKC incluyen el análisis de pesticidas no cargados , [8] aminoácidos esenciales y de cadena ramificada en productos nutracéuticos, [9] contenido de hidrocarburos y alcohol de la hierba de mejorana . [10]
MEKC también ha sido el objetivo por su potencial para ser utilizado en análisis químicos combinatorios. El advenimiento de la química combinatoria ha permitido a los químicos médicos sintetizar e identificar un gran número de fármacos potenciales en períodos de tiempo relativamente cortos. Los requisitos de pequeñas muestras y disolventes y el alto poder de resolución de MEKC han permitido que esta técnica se utilice para analizar rápidamente una gran cantidad de compuestos con buena resolución.
Los métodos tradicionales de análisis, como la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC), se pueden utilizar para identificar la pureza de una biblioteca combinatoria, pero los ensayos deben ser rápidos con buena resolución para que todos los componentes proporcionen información útil para el químico. [11] La introducción del surfactante en la instrumentación tradicional de electroforesis capilar ha ampliado drásticamente el alcance de los analitos que pueden separarse mediante electroforesis capilar.
MEKC también se puede utilizar en el control de calidad rutinario de antibióticos en productos farmacéuticos o piensos. [12]
Referencias
- ^ Hancu, Gabriel; Rusu, Aura; Simon, Brigitta; Mircia, Eleonora; Gyeresi, Arpad (2013). "Principios de la cromatografía capilar electrocinética micelar aplicada en análisis farmacéuticos" . Boletín farmacéutico avanzado . 3 (1): 1–8. doi : 10.5681 / apb.2013.001 . PMC 3846027 . PMID 24312804 .
- ^ Terabe, S .; Otsuka, K .; Ichikawa, K .; Tsuchiya, A .; Ando, T. (1984). "Separaciones electrocinéticas con soluciones micelares y capilares tubulares abiertos". Anal. Chem . 56 : 111-113. doi : 10.1021 / ac00265a031 .
- ^ Baker, DR "Electroforesis capilar" John Wiley & Sons, Inc .: Nueva York, 1995.
- ^ a b c d Terabe, S .; Otsuka, K .; Ichikawa, K .; Tsuchiya, A .; Ando, T. (1984). "Separaciones electrocinéticas con soluciones micelares y capilares tubulares abiertos". Anal. Chem . 56 : 113. doi : 10.1021 / ac00265a031 .
- ^ a b c d e Cunico, RL; Goodin, KM; Wehr, T. "HPLC básica y CE de biomoléculas" Bay Bioanalytical Laboratory: Richmond, CA, 1998 .
- ^ Foley, JP (1990). "Optimización de la cromatografía electrocinética micelar". Anal. Chem . 62 (13): 1302–1308. doi : 10.1021 / ac00212a019 .
- ^ Skoog, DA; Holler, FJ; Nieman, TA "Principios del análisis instrumental, 5ª ed." Saunders College Publishing: Filadelfia, 1998.
- ^ Carretero, AS; Cruces-Blanco, C .; Ramírez, SC; Pancorbo, AC; Gutiérrez, AF (2004). "Aplicación de la Cromatografía Capilar Electrocinética Micelar al Análisis de Plaguicidas No Cargados de Impacto Ambiental". J. Agric. Food Chem . 52 (19): 5791–5795. doi : 10.1021 / jf040074k . PMID 15366822 .
- ^ Cavazza, A .; Corradini, C .; Lauria, A .; Nicoletti, I. (2000). "Análisis rápido de aminoácidos esenciales y de cadena ramificada en productos nutracéuticos por cromatografía capilar electrocinética micelar". J. Agric. Food Chem . 48 (8): 3324–3329. doi : 10.1021 / jf991368m . hdl : 11381/2441649 . PMID 10956110 .
- ^ Rodrigues, MRA; Caramao, EB; Arce, L .; Ríos, A .; Valcárcel, M. (2002). "Determinación de Hidrocarburos Monoterpenos y Alcoholes en Majorana hortensis Moench por Cromatográfico Capilar Electrocinético Micelar". J. Agric. Food Chem . 50 (15): 4215–4220. doi : 10.1021 / jf011667n . PMID 12105948 .
- ^ Simms, PJ; Jeffries, CT; Huang, Y .; Zhang, L .; Arrhenius, T .; Nadzan, AM (2001). "Análisis de muestras de química combinatoria por cromatografía electrocinética micelar". J. Comb. Chem . 3 (5): 427–433. doi : 10.1021 / cc000093g . PMID 11549360 .
- ^ Injac, R .; Kočevar, N .; Kreft, S. (2007). "Precisión de la cromatografía capilar electrocinética micelar en la determinación de siete antibióticos en productos farmacéuticos y piensos". Analytica Chimica Acta . 594 (1): 119-127. doi : 10.1016 / j.aca.2007.05.003 . PMID 17560393 .
Fuentes
- Kealey, D., Haines PJ; notas instantáneas, Química analítica páginas 182-188