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Imagen de una SDS-PAGE. Los marcadores moleculares (escalera) están en el carril izquierdo

La electroforesis en gel de poliacrilamida ( PAGE ) es una técnica muy utilizada en bioquímica , química forense , genética , biología molecular y biotecnología para separar macromoléculas biológicas , normalmente proteínas o ácidos nucleicos , según su movilidad electroforética . La movilidad electroforética es función de la longitud, conformación y carga de la molécula. PoliacrilamidaLa electroforesis en gel es una poderosa herramienta que se utiliza para analizar muestras de ARN. Cuando el gel de poliacrilamida se desnaturaliza después de la electroforesis, proporciona información sobre la composición de la muestra de las especies de ARN. [1]

La hidratación del acrilonitrilo da como resultado la formación de moléculas de acrilamida ( C
3H
5NO ) por nitrilo hidratasa . [2] El monómero de acrilamida está en forma de polvo antes de la adición de agua. La acrilamida es tóxica para el sistema nervioso humano, por lo que deben seguirse todas las medidas de seguridad al trabajar con ella. La acrilamida es soluble en agua y tras la adición de agua se polimeriza dando como resultado la formación de poliacrilamida. [2] Es útil preparar un gel de poliacrilamida mediante la hidratación con acrilmida porque se puede regular el tamaño de los poros. Las concentraciones aumentadas de acrilamida dan como resultado una disminución del tamaño de los poros después de la polimerización. El gel de poliacrilamida con poros pequeños ayuda a examinar mejor las moléculas más pequeñas, ya que las moléculas pequeñas pueden ingresar a los poros y viajar a través del gel mientras que las moléculas grandes quedan atrapadas en las aberturas de los poros.

Al igual que con todas las formas de electroforesis en gel , las moléculas se pueden ejecutar en su estado nativo , preservando la estructura de orden superior de las moléculas. Este método se llama native-PAGE. Alternativamente, se puede agregar un desnaturalizante químico para eliminar esta estructura y convertir la molécula en una molécula no estructurada cuya movilidad depende solo de su longitud (porque todos los complejos proteína-SDS tienen una relación masa-carga similar). Este procedimiento se llama SDS-PAGE. La electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecil sulfato de sodio (SDS-PAGE) es un método de separación de moléculas basado en la diferencia de su peso molecular. Al pH al que se lleva a cabo la electroforesis en gel, las moléculas de SDS están cargadas negativamente y se unen a las proteínas en una proporción establecida, aproximadamente una molécula de SDS por cada 2 aminoácidos. [3] : 164–79De esta manera, el detergente proporciona a todas las proteínas una relación de carga a masa uniforme. Al unirse a las proteínas, el detergente destruye su estructura secundaria, terciaria y / o cuaternaria desnaturalizándolas y convirtiéndolas en cadenas polipeptídicas lineales cargadas negativamente. Cuando se somete a un campo eléctrico en PAGE, las cadenas polipeptídicas cargadas negativamente viajan hacia el ánodo con diferente movilidad. Su movilidad, o la distancia recorrida por las moléculas, es inversamente proporcional al logaritmo de su peso molecular. [4]Al comparar la relación relativa de la distancia recorrida por cada proteína con la longitud del gel (Rf), se pueden sacar conclusiones sobre el peso molecular relativo de las proteínas, donde la longitud del gel está determinada por la distancia recorrida por una molécula pequeña. como un tinte de rastreo. [5]

Para los ácidos nucleicos, la urea es el desnaturalizante más utilizado. En el caso de las proteínas, el dodecilsulfato de sodio (SDS) es un detergente aniónico que se aplica a las muestras de proteínas para recubrirlas con el fin de impartir dos cargas negativas (de cada molécula de SDS) a cada dos aminoácidos de la proteína desnaturalizada. [3] : 161–3 2-mercaptoetanolTambién se puede usar para romper los enlaces disulfuro que se encuentran entre los complejos de proteínas, lo que ayuda a desnaturalizar aún más la proteína. En la mayoría de las proteínas, la unión de SDS a las cadenas polipeptídicas imparte una distribución uniforme de carga por unidad de masa, lo que da como resultado un fraccionamiento por tamaño aproximado durante la electroforesis. Las proteínas que tienen un mayor contenido hidrófobo, por ejemplo, muchas proteínas de membrana y las que interactúan con los tensioactivos en su entorno nativo, son intrínsecamente más difíciles de tratar con precisión utilizando este método, debido a la mayor variabilidad en la proporción de SDS unidas. [6]Desde el punto de vista del procedimiento, el uso de Native y SDS-PAGE juntos puede usarse para purificar y separar las diversas subunidades de la proteína. Native-PAGE mantiene intacta la forma oligomérica y mostrará una banda en el gel que es representativa del nivel de actividad. SDS-PAGE desnaturalizará y separará la forma oligomérica en sus monómeros, mostrando bandas que son representativas de sus pesos moleculares. Estas bandas se pueden utilizar para identificar y evaluar la pureza de la proteína. [3] : 161–3

Procedimiento [ editar ]

Preparación de la muestra [ editar ]

Las muestras pueden ser cualquier material que contenga proteínas o ácidos nucleicos. Estos pueden derivarse biológicamente, por ejemplo, de células procariotas o eucariotas, tejidos, virus, muestras ambientales o proteínas purificadas. En el caso de células o tejidos sólidos, estos a menudo se descomponen primero mecánicamente usando un mezclador (para volúmenes de muestra más grandes), usando un homogeneizador (volúmenes más pequeños), por sonicador o usando ciclos de alta presión, y una combinación de bioquímicos y Se pueden utilizar técnicas mecánicas, incluidos varios tipos de filtración y centrifugación , para separar diferentes compartimentos celulares y orgánulos antes de la electroforesis. Biomoléculas sintéticas como oligonucleótidos también se pueden utilizar como analitos.

Reducción de un enlace disulfuro típico por DTT a través de dos reacciones secuenciales de intercambio de tiol-disulfuro .

La muestra a analizar se mezcla opcionalmente con un desnaturalizante químico si así se desea, normalmente SDS para proteínas o urea para ácidos nucleicos. El SDS es un detergente aniónico que desnaturaliza las estructuras secundarias y terciarias no unidas por disulfuro y, además, aplica una carga negativa a cada proteína en proporción a su masa. La urea rompe los enlaces de hidrógeno entre los pares de bases del ácido nucleico, provocando que las hebras constituyentes se hibriden. Calentar las muestras a al menos 60 ° C promueve aún más la desnaturalización. [7] [8] [9] [10]

Además de SDS, las proteínas se pueden calentar opcionalmente brevemente hasta casi la ebullición en presencia de un agente reductor, como ditiotreitol (DTT) o 2-mercaptoetanol (beta-mercaptoetanol / BME) , que desnaturaliza aún más las proteínas al reducir los enlaces disulfuro, superando así algunas formas de plegamiento de proteínas terciarias y rompiendo la estructura de las proteínas cuaternarias (subunidades oligoméricas). Esto se conoce como reducción de SDS-PAGE.

Puede agregarse un tinte de seguimiento a la solución. Esto típicamente tiene una mayor movilidad electroforética que los analitos para permitir que el experimentador rastree el progreso de la solución a través del gel durante el ciclo electroforético.

Preparación de geles de acrilamida [ editar ]

Los geles consisten típicamente en acrilamida , bisacrilamida , el desnaturalizante opcional (SDS o urea) y un tampón con un pH ajustado. La solución se puede desgasificar al vacío para evitar la formación de burbujas de aire durante la polimerización. Alternativamente, se puede agregar butanol al gel de resolución (para proteínas) después de verterlo, ya que el butanol elimina las burbujas y suaviza la superficie. [11] Se añaden una fuente de radicales libres y un estabilizador, como persulfato de amonio y TEMED , para iniciar la polimerización. [12] La reacción de polimerización crea un gel debido a la bisacrilamida añadida., que puede formar enlaces cruzados entre dos moléculas de acrilamida. La relación de bisacrilamida a acrilamida se puede variar para propósitos especiales, pero generalmente es aproximadamente 1 parte en 35. La concentración de acrilamida del gel también se puede variar, generalmente en el rango de 5% a 25%. Los geles de menor porcentaje son mejores para resolver moléculas de muy alto peso molecular, mientras que se necesitan porcentajes mucho más altos de acrilamida para resolver proteínas más pequeñas. El diámetro medio de los poros de los geles de poliacrilamida se determina mediante la concentración total de acrilamidas (% T con T = concentración total de acrilamida y bisacrilamida) y la concentración del reticulante bisacrilamida (% C con C = concentración de bisacrilamida). [13]El tamaño de los poros se reduce recíprocamente al% T. Con respecto al% C, una concentración del 5% produce los poros más pequeños, ya que la influencia de la bisacrilamida sobre el tamaño de los poros tiene una forma de parábola con un vértice al 5%.

Los geles generalmente se polimerizan entre dos placas de vidrio en un molinillo de gel, con un peine insertado en la parte superior para crear los pocillos de muestra. Una vez polimerizado el gel, se puede quitar el peine y el gel está listo para la electroforesis.

Electroforesis [ editar ]

Se utilizan varios sistemas tampón en PAGE dependiendo de la naturaleza de la muestra y el objetivo experimental. Los tampones utilizados en el ánodo y el cátodo pueden ser iguales o diferentes. [9] [14] [15]

Se aplica un campo eléctrico a través del gel, lo que hace que las proteínas o ácidos nucleicos con carga negativa migren a través del gel alejándose del electrodo negativo (que es el cátodo, ya que se trata de una celda electrolítica en lugar de galvánica) y hacia el electrodo positivo (el ánodo). Dependiendo de su tamaño, cada biomolécula se mueve de manera diferente a través de la matriz del gel: las moléculas pequeñas entran más fácilmente a través de los poros del gel, mientras que las más grandes tienen más dificultad. El gel se hace funcionar normalmente durante unas horas, aunque esto depende del voltaje aplicado a través del gel; la migración ocurre más rápidamente a voltajes más altos, pero estos resultados suelen ser menos precisos que en aquellos a voltajes más bajos. Después de la cantidad de tiempo establecida, las biomoléculas han migrado a diferentes distancias en función de su tamaño. Las biomoléculas más pequeñas viajan más abajo en el gel,mientras que los más grandes permanecen más cerca del punto de origen. Por lo tanto, las biomoléculas pueden separarse aproximadamente según el tamaño, que depende principalmente del peso molecular en condiciones de desnaturalización, pero también depende de la conformación de orden superior en condiciones nativas. La movilidad del gel se define como la tasa de migración recorrida con un gradiente de voltaje de 1 V / cm y tiene unidades de cm.2 / seg / V. [3] : 161-3 Para fines analíticos, se representa gráficamente la movilidad relativa de las biomoléculas, R f , la relación entre la distancia que recorrió la molécula en el gel y la distancia de viaje total de un tinte de rastreo frente al peso molecular de la molécula ( oa veces el logaritmo de MW, o más bien el M r , radio molecular). Estos gráficos típicamente lineales representan los marcadores estándar o las curvas de calibración que se utilizan ampliamente para la estimación cuantitativa de una variedad de tamaños biomoleculares. [3] : 161–3

Sin embargo, ciertas glicoproteínas se comportan de forma anómala en los geles de SDS. Además, también se informa que el análisis de proteínas más grandes que van desde 250.000 a 600.000 Da es problemático debido al hecho de que tales polipéptidos se mueven incorrectamente en los sistemas de gel normalmente usados. [dieciséis]

Procesamiento adicional [ editar ]

Dos geles SDS-PAGE después de una ejecución completa

Después de la electroforesis, el gel puede teñirse (para proteínas, más comúnmente con Coomassie Brilliant Blue R-250 o autorradiografía; para ácidos nucleicos, bromuro de etidio ; o para cualquiera, tinción de plata ), lo que permite la visualización de las proteínas separadas, o procesarse más ( por ejemplo, Western blot ). Después de la tinción, las biomoléculas de diferentes especies aparecen como bandas distintas dentro del gel. Es común ejecutar marcadores de tamaño de peso molecular de peso molecular conocido en un carril separado en el gel para calibrar el gel y determinar la masa molecular aproximada de biomoléculas desconocidas comparando la distancia recorrida en relación con el marcador.

Para las proteínas, SDS-PAGE suele ser la primera opción como ensayo de pureza debido a su fiabilidad y facilidad. La presencia de SDS y el paso de desnaturalización hacen que las proteínas se separen, aproximadamente en función del tamaño, pero puede producirse una migración aberrante de algunas proteínas. Las diferentes proteínas también pueden teñirse de manera diferente, lo que interfiere con la cuantificación mediante la tinción. PAGE también se puede utilizar como técnica preparativa para la purificación de proteínas. Por ejemplo, la electroforesis en gel de poliacrilamida continua nativa preparativa cuantitativa ( QPNC-PAGE ) es un método para separar metaloproteínas nativas en matrices biológicas complejas.

Ingredientes químicos y sus funciones [ editar ]

El gel de poliacrilamida (PAG) se conocía como un medio de inclusión potencial para seccionar tejidos ya en 1964, y dos grupos independientes emplearon PAG en electroforesis en 1959. [17] [18] Posee varias características deseables electroforéticamente que lo convierten en un medio versátil . Es un gel sintético, termoestable, transparente, fuerte, químicamente relativamente inerte y se puede preparar con una amplia gama de tamaños de poro promedio. [19]El tamaño de los poros de un gel y la reproducibilidad en el tamaño de los poros del gel están determinados por tres factores, la cantidad total de acrilamida presente (% T) (T = concentración total de monómero de acrilamida y bisacrilamida), la cantidad de reticulante (% C ) (C = concentración de bisacrilamida) y el tiempo de polimerización de la acrilamida (véase QPNC-PAGE). El tamaño de los poros disminuye al aumentar el% T; con reticulación, el 5% de C da el tamaño de poro más pequeño. Cualquier aumento o disminución en% C desde el 5% aumenta el tamaño de los poros, ya que el tamaño de los poros con respecto al% C es una función parabólica con el vértice como 5% C. Esto parece deberse al agrupamiento no homogéneo de hebras de polímero dentro del gel. Este material de gel también puede soportar alto voltaje.gradientes, es susceptible de varios procedimientos de tinción y decoloración, y puede digerirse para extraer fracciones separadas o secarse para autorradiografía y registro permanente.

Componentes [ editar ]

Los geles de poliacrilamida están compuestos por un gel apilable y un gel separador. Los geles de apilamiento tienen una mayor porosidad en relación con el gel de separación y permiten que las proteínas migren en un área concentrada. Además, los geles de apilamiento suelen tener un pH de 6,8, ya que las moléculas de glicina neutra permiten una movilidad de proteínas más rápida. Los geles de separación tienen un pH de 8.8, donde la glicina aniónica ralentiza la movilidad de las proteínas. Los geles de separación permiten la separación de proteínas y tienen una porosidad relativamente menor. Aquí, las proteínas se separan según el tamaño (en SDS-PAGE) y el tamaño / carga (Native PAGE). [20]

El tampón químico estabiliza el valor de pH al valor deseado dentro del propio gel y en el tampón de electroforesis. La elección del tampón también afecta la movilidad electroforética de los contraiones del tampón y, por tanto, la resolución del gel. El tampón tampoco debe ser reactivo y no modificarse ni reaccionar con la mayoría de las proteínas. Se pueden usar diferentes tampones como tampones de cátodo y ánodo, respectivamente, dependiendo de la aplicación. Pueden usarse múltiples valores de pH dentro de un solo gel, por ejemplo en electroforesis DISC. Los tampones comunes en PAGE incluyen Tris , Bis-Tris o imidazol .

El contraión equilibra la carga intrínseca del ion tampón y también afecta la intensidad del campo eléctrico durante la electroforesis. Los iones altamente cargados y móviles a menudo se evitan en los tampones de cátodo SDS-PAGE, pero pueden incluirse en el propio gel, donde migra antes que la proteína. En aplicaciones como DISC SDS-PAGE, los valores de pH dentro del gel pueden variar para cambiar la carga promedio de los contraiones durante la ejecución para mejorar la resolución. Los contraiones populares son la glicina y la tricina . La glicina se ha utilizado como fuente de iones de arrastre o iones lentos porque su pKa es 9,69 y la movilidad del glicinato es tal que la movilidad efectiva se puede establecer en un valor inferior al de las proteínas más lentas conocidas de carga negativa neta.en el rango de pH. El pH mínimo de este rango es aproximadamente 8.0.

Acrilamida ( C
3H
5NO ; mW: 71,08) cuando se disuelve en agua, tiene lugar una autopolimerización lenta y espontánea de la acrilamida, uniendo las moléculas de cabeza a cola para formar polímeros largos de una sola cadena. La presencia de un sistema generador de radicales libres acelera enormemente la polimerización. Este tipo de reacción se conoce como polimerización por adición de vinilo . Una solución de estas cadenas de polímero se vuelve viscosa pero no forma un gel, porque las cadenas simplemente se deslizan unas sobre otras. La formación de gel requiere unir varias cadenas. La acrilamida es cancerígena , [21] una neurotoxina y una toxina reproductiva. [22]También es esencial almacenar la acrilamida en un lugar fresco, oscuro y seco para reducir la autopolimerización y la hidrólisis .

Bisacrilamida ( N , N '-metilenbisacrilamida ) ( C
7H
10norte
2O
2; mW: 154,17) es el agente de reticulación más utilizado para geles de poliacrilamida. Químicamente se puede pensar en dos moléculas de acrilamida acopladas cabeza con cabeza en sus extremos no reactivos. La bisacrilamida puede reticular dos cadenas de poliacrilamida entre sí, dando como resultado un gel.

Dodecilsulfato de sodio (SDS) ( C
12H
25NaO
4S ; mW: 288,38) (solo se usa en geles de proteínas desnaturalizantes) es un agente detergente fuerte que se usa para desnaturalizar proteínas nativas en polipéptidos individuales . Esta desnaturalización, que se denomina desnaturalización reconstructiva, no se logra mediante la linealización total de la proteína, sino mediante un cambio conformacional en una combinación de estructuras secundarias de hélice α y espiral aleatoria. [6] Cuando una mezcla de proteínas se calienta a 100 ° C en presencia de SDS, el detergenteenvuelve la estructura polipeptídica. Se une a polipéptidos en una proporción de peso constante de 1,4 g de SDS / g de polipéptido. En este proceso, las cargas intrínsecas de los polipéptidos se vuelven insignificantes en comparación con las cargas negativas aportadas por SDS. Por tanto, los polipéptidos después del tratamiento se convierten en estructuras en forma de varilla que poseen una densidad de carga uniforme, que es la misma carga negativa neta por unidad de peso. La movilidad electroforética de estas proteínas es una función lineal de los logaritmos de sus pesos moleculares. Sin SDS, diferentes proteínas con pesos moleculares similares migrarían de manera diferente debido a las diferencias en la relación masa-carga, ya que cada proteína tiene un punto isoeléctrico y un peso molecular particular de su estructura primaria . Esto se conoce comoPÁGINA nativa . La adición de SDS resuelve este problema, ya que se une a la proteína y la despliega, dando una carga negativa casi uniforme a lo largo del polipéptido.

Urea ( CO (NH
2)
2; mW: 60,06) es un agente caotrópico que aumenta la entropía del sistema al interferir con las interacciones intramoleculares mediadas por fuerzas no covalentes como los enlaces de hidrógeno y las fuerzas de van der Waals . La estructura macromolecular depende del efecto neto de estas fuerzas, por lo que se deduce que un aumento en los solutos caotrópicos desnaturaliza las macromoléculas,

Persulfato de amonio (APS) ( N
2H
8S
2O
8; mW: 228,2) es una fuente de radicales libres y se utiliza a menudo como iniciador para la formación de gel. Una fuente alternativa de radicales libres es la riboflavina , que generó radicales libres en una reacción fotoquímica .

TEMED ( N , N , N ′, N ′ -tetrametiletilendiamina) ( C
6H
dieciséisnorte
2; mW: 116,21) estabiliza los radicales libres y mejora la polimerización. La velocidad de polimerización y las propiedades del gel resultante dependen de las concentraciones de radicales libres. El aumento de la cantidad de radicales libres da como resultado una disminución de la longitud media de la cadena de polímero, un aumento de la turbidez del gel y una disminución de la elasticidad del gel. Disminuir la cantidad muestra el efecto inverso. Deben usarse las concentraciones catalíticas más bajas que permitan la polimerización en un período de tiempo razonable. APS y TEMED se usan típicamente a concentraciones aproximadamente equimolares en el rango de 1 a 10 mM.

Productos químicos para procesamiento y visualización [ editar ]

PÁGINA de proteínas de rotavirus teñidas con azul de Coomassie

Los siguientes productos químicos y procedimientos se utilizan para procesar el gel y las muestras de proteína visualizadas en él.

Tinte de seguimiento; como las proteínas y los ácidos nucleicos son en su mayoría incoloros, su progreso a través del gel durante la electroforesis no se puede seguir fácilmente. Por lo tanto, los colorantes aniónicos de movilidad electroforética conocida se incluyen normalmente en el tampón de muestra PAGE. Un colorante de rastreo muy común es el azul de bromofenol (BPB, 3 ', 3 ", 5', 5" tetrabromofenolesulfonftaleína). Este tinte está coloreado a pH alcalino y neutro y es una pequeña molécula cargada negativamente que se mueve hacia el ánodo . Al ser una molécula de gran movilidad, se adelanta a la mayoría de las proteínas. Cuando alcanza el extremo anódico del medio de electroforesis, se detiene la electroforesis. Puede unirse débilmente a algunas proteínas e impartir un color azul. Otros tintes de rastreo comunes son el xileno cianol, que tiene menor movilidad, y Orange G , que tiene una mayor movilidad.

Ayudas de carga; la mayoría de los sistemas PAGE se cargan desde la parte superior en pocillos dentro del gel. Para garantizar que la muestra se hunda hasta el fondo del gel, el tampón de muestra se complementa con aditivos que aumentan la densidad de la muestra. Estos aditivos deben ser no iónicos y no reactivos con las proteínas para evitar interferir con la electroforesis. Los aditivos comunes son el glicerol y la sacarosa .

Azul brillante Coomassie R-250 (CBB) ( C
45H
44norte
3NaO
7S
2; mW: 825,97) es la tinción de proteínas más popular. Es un colorante aniónico, que se une de manera no específica a las proteínas. La estructura del CBB es predominantemente no polar y generalmente se usa en solución metanólica acidificada con ácido acético. Las proteínas del gel se fijan con ácido acético y se tiñen simultáneamente. El exceso de tinte incorporado al gel se puede eliminar decolorando con la misma solución sin tinte. Las proteínas se detectan como bandas azules sobre un fondo claro. Como el SDS también es aniónico, puede interferir con el proceso de tinción. Por lo tanto, se recomienda un gran volumen de solución de tinción, al menos diez veces el volumen del gel.

El bromuro de etidio (EtBr) es una tinción de ácido nucleico popular. EtBr permite visualizar fácilmente ADN o ARN en un gel, ya que EtBr presenta un color naranja fluorescente bajo luz ultravioleta. [23] El bromuro de etidio se une a las cadenas de ácidos nucleicos mediante el proceso de intercalación. [3] Si bien el bromuro de etidio es una mancha popular, es importante tener cuidado al usar EtBr, ya que es un carcinógeno conocido . Debido a este hecho, muchos investigadores optan por utilizar tintes como SYBR Green y SYBR Safe, que son alternativas más seguras al EtBr. [24] El EtBr se usa simplemente agregándolo a la mezcla de gel. Una vez que el gel se ha ejecutado, el gel puede verse mediante el uso de un sistema de documentación fotográfica. [3]

La tinción con plata se utiliza cuando se necesita un método más sensible para la detección, ya que la tinción clásica con azul brillante de Coomassie generalmente puede detectar una banda de proteína de 50 ng, la tinción con plata aumenta la sensibilidad típicamente entre 10 y 100 veces más. Esto se basa en la química del desarrollo fotográfico. Las proteínas se fijan al gel con una solución diluida de metanol y luego se incuban con una solución ácida de nitrato de plata. Los iones de plata se reducen a su forma metálica por el formaldehído a pH alcalino. Una solución ácida, como el ácido acético, detiene el desarrollo. [25] Kerenyi y Gallyas introdujeron la tinción con plata como un procedimiento sensible para detectar trazas de proteínas en geles . [26] La técnica se ha extendido al estudio de otros biológicosmacromoléculas que se han separado en una variedad de soportes. [27] Muchas variables pueden influir en la intensidad del color y cada proteína tiene sus propias características de tinción; cristalería limpia, reactivos puros y agua de la más alta pureza son los puntos clave para una tinción exitosa. [28] La tinción con plata se desarrolló en el siglo XIV para colorear la superficie del vidrio. Se ha utilizado ampliamente para este propósito desde el siglo XVI. El color producido por las primeras manchas de plata osciló entre el amarillo claro y un rojo anaranjado. Camillo Golgi perfeccionó la tinción de plata para el estudio del sistema nervioso . El método de Golgitiñe un número limitado de células al azar en su totalidad. [29]

La autorradiografía, que también se utiliza para la detección de bandas de proteínas después de la electroforesis en gel, utiliza isótopos radiactivos para marcar las proteínas, que luego se detectan mediante una película de rayos X. [30]

La transferencia Western es un proceso mediante el cual las proteínas separadas en el gel de acrilamida se transfieren electroforéticamente a una membrana manipulable estable, como una membrana de nitrocelulosa , nailon o PVDF . Entonces es posible aplicar técnicas inmunoquímicas para visualizar las proteínas transferidas, así como identificar con precisión los aumentos o disminuciones relativos de la proteína de interés.

Ver también [ editar ]

  • Electroforesis en gel de agarosa
  • Electroforesis capilar
  • Electroforesis de ADN
  • Blot del este
  • Electrotransferencia
  • Proteólisis rápida paralela (FASTpp) [31]
  • Historia de la electroforesis
  • Enfoque isoeléctrico
  • Isotacoforesis
  • Electroforesis en gel nativo
  • Transferencia del norte
  • Electroforesis de proteínas
  • Transferencia del sur
  • SDS-PAGE bidimensional
  • Zimografía

Referencias [ editar ]

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  • [1] Hempelmann E. SDS-Protein PAGE y detección de proteínas mediante tinción de plata e inmunotransferencia de proteínas de Plasmodium falciparum. en: Moll K, Ljungström J, Perlmann H, Scherf A, Wahlgren M (eds) Methods in Malaria Research, 5th edition, 2008, 263-266