(p) ppGpp , pentafosfato o tetrafosfato de guanosina es una alarmona que participa en la respuesta estricta de las bacterias , provocando la inhibición de la síntesis de ARN cuando hay escasez de aminoácidos presentes. Esto hace que la traducción disminuya y , por tanto, se conserven los aminoácidos presentes. Además, ppGpp provoca la regulación positiva de muchos otros genes implicados en la respuesta al estrés, como los genes para la captación de aminoácidos (de los medios circundantes) y la biosíntesis. [1]
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Nombres | |
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Otros nombres pentafosfato de guanosina (pppGpp), tetrafosfato de guanosina (ppGpp) | |
Identificadores | |
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DrugBank | |
PubChem CID | |
Propiedades | |
C 10 H 17 N 5 O 17 P 4 | |
Masa molar | 603,16 g · mol −1 |
Salvo que se indique lo contrario, los datos se proporcionan para materiales en su estado estándar (a 25 ° C [77 ° F], 100 kPa). | |
Referencias de Infobox | |
Descubrimiento
ppGpp y pppGpp fueron identificados por primera vez por Michael Cashel en la década de 1960. Se encontró que estos nucleótidos se acumulan rápidamente en células de Escherichia coli hambrientas de aminoácidos e inhiben la síntesis de ARN ribosómico y de transferencia. [2] Ahora se sabe que (p) ppGpp también se produce en respuesta a otros factores estresantes, incluida la falta de carbono y fosfato.
Ausencia de (p) ppGpp
Una ausencia completa de (p) ppGpp provoca múltiples requerimientos de aminoácidos, escasa supervivencia de cultivos envejecidos, división celular aberrante, morfología e inmovilidad, además de estar bloqueado en un modo de crecimiento durante la entrada en la inanición.
Síntesis y degradación de (p) ppGpp
La síntesis y degradación de (p) ppGpp se han caracterizado más extensamente en el sistema modelo E. coli . (p) ppGpp se crea a través de pppGpp sintasa , también conocida como de RelA, y se convierte de pppGpp a ppGpp través pppGpp fosfohidrolasa. RelA está asociado con aproximadamente uno de cada doscientos ribosomas y se activa cuando una molécula de ARN de transferencia no cargada (ARNt) ingresa al sitio A del ribosoma, debido a la escasez de aminoácidos requeridos por el ARNt. Si una bacteria mutante es relA , se dice que está relajada y no se observa regulación de la producción de ARN debido a la ausencia de aminoácidos.
E. coli produce una segunda proteína responsable de la degradación de (p) ppGpp, denominada SpoT. Cuando se restablece el equilibrio de aminoácidos en la célula, (p) ppGpp es hidrolizado por SpoT . Esta proteína también tiene la capacidad de sintetizar (p) ppGpp, y parece ser la sintasa primaria bajo ciertas condiciones de estrés. La mayoría de las otras bacterias codifican una única proteína que es responsable tanto de la síntesis como de la degradación de (p) ppGpp, generalmente homólogos de SpoT.
Objetivos de (p) ppGpp
Los objetivos de (p) ppGpp incluyen operones de ARNr , de los cuales hay siete en Escherichia coli (un organismo modelo bacteriano de uso común ), todos los cuales tienen 2 promotores . Cuando (p) ppGpp se asocia con el promotor, afecta la capacidad de la enzima ARN polimerasa para unirse e iniciar la transcripción . Se cree que (p) ppGpp puede afectar la estabilidad del complejo abierto formado por la ARN polimerasa en el ADN y, por lo tanto, afectar la eliminación del promotor. Su presencia también conduce a un aumento de la pausa durante el alargamiento de la transcripción y compite con los sustratos de nucleósido trifosfato .
Actualmente existe un consenso de que (p) ppGpp es un determinante del control de la tasa de crecimiento en lugar de las concentraciones de sustrato de nucleósido trifosfato (NTP).
Impacto de (p) ppGpp en la fisiología bacteriana
Inhibición del crecimiento por inhibición de la síntesis de proteínas.
ppGpp inhibe la formación de dipéptidos de iniciación de fMet-Phe mediada por IF2, probablemente interfiriendo con las interacciones de las subunidades 30S y 50S. E. coli acumula más ppGpp que pppGpp durante la inanición de aminoácidos, y ppGpp tiene una eficiencia aproximadamente 8 veces mayor que la de pppGpp. Mientras que B. subtilis acumula más pppGpp que ppGpp.
Inhibición de la replicación del ADN.
En E. coli, la inanición de aminoácidos inhibió la replicación del ADN en la etapa de iniciación en oriC, muy probablemente debido a la falta de la proteína de iniciación de la replicación del ADNA. En B. subtilis, la detención de la replicación debido a la acumulación de (p) ppGpp es causada por la unión de una proteína Rtp a sitios específicos a unos 100-200 kb de oriC en ambas direcciones. La ADN primasa (DnaG) fue inhibida directamente por (p) ppGpp. A diferencia de E. coli, B. subtilis acumula más pppGpp que ppGpp; el nucleótido más abundante es un inhibidor de DnaG más potente. ppGpp puede unirse con la proteína Obg que pertenece a la pequeña familia de proteínas GTPasa conservadas. La proteína Obg interactúa con varios reguladores (RsbT, RsbW, RsbX) necesarios para la activación por estrés de sigma B.
Impacto en la replicación y el desarrollo de fagos
Los niveles de (p) ppGpp del huésped parecen actuar como un sensor para el desarrollo del fago lambda, afectando principalmente la transcripción. Los niveles modestos de ppGpp inhiben pR y los promotores pE, pI y paQ activos in vivo y tienen efectos in vitro que parecen favorecer la lisogenia. Por el contrario, las concentraciones altas o ausentes de (p) ppGpp favorecen la lisis. Los niveles modestos de ppGpp favorecen la lisogenia al producir un HflB (FtsH) bajo. Cuando la ppGpp está ausente o alta, los niveles de proteasa HflB son altos; esto conduce a una CII más baja (una proteína del fago que promueve la lisogenia) y favorece la lisis.
Impacto en la transcripción
Características de los promotores afectados
Uno de los elementos clave de los promotores inhibidos por (p) ppGpp es la presencia de un discriminador rico en GC, definido como una región entre la caja TATA (caja -10) y +1 nt (donde +1 es el sitio de inicio de la transcripción) . Los promotores regulados negativamente por ppGpp tienen un enlazador de 16 pb, en contraste con el consenso de 17 pb. Los promotores activados por ppGpp parecen tener un discriminador rico en AT y enlazadores persistentes (por ejemplo, el enlazador del promotor his es de 18 pb).
RNAP es el objetivo
La evidencia genética que sugiere que RNAP era el objetivo de ppGpp provino del descubrimiento de que los mutantes M + (también llamados mutantes rigurosos de RNAP) muestran un mimetismo in vitro e in vivo de la fisiología y la regulación de la transcripción conferida por (p) ppGpp, incluso en su ausencia. La reticulación de ppGpp con RNAP reforzó esta noción. Los detalles estructurales de una asociación entre ppGpp y RNAP provienen del análisis de cocristales que colocaron ppGpp en el canal secundario de RNAP cerca del centro catalítico.
DksA aumenta la regulación
DksA es una proteína de 17 kDa, su estructura es similar a GreA y GreB, que son factores de elongación transcripcional bien caracterizados. GreA y GreB se unen directamente a RNAP en lugar de al ADN y actúan insertando su dominio de dedo de bobina en espiral N-terminal a través del canal secundario de RNAP. Se necesitan dos residuos ácidos conservados en la punta del dominio de dedo para inducir la capacidad intrínseca de RNAP para escindir el ARN retrocedido. DksA también posee dos residuos ácidos en la punta del dedo, pero no induce actividad de escisión nucleolítica. En cambio, se propone que estos residuos estabilicen la unión de ppGpp a RNAP mediante la coordinación mutua de un ion Mg2 + que es crucial para la polimerización.
Inhibición y activación de la transcripción
ppGpp inhibe directamente la transcripción de los promotores ribosómicos. Un modelo es ppGpp y DksA juntos y disminuyen independientemente la estabilidad de los complejos abiertos formados en el ADN por RNAP. Otro modelo es el mecanismo de captura. En este modelo, ppGpp atrapa el RNAP en complejos cerrados y no puede iniciar la transcripción. Por lo tanto, ppGpp parece actuar en muchos niveles, y el mecanismo de su acción es un resultado complejo de varios factores, las propiedades promotoras intrínsecas no son el menor de ellos. La activación de la transcripción por ppGpp puede ser directa o indirecta. La activación directa ocurre cuando RNAP interactúa con efectores, como ppGpp, DksA o ambos, para aumentar la transcripción de un promotor dado. La activación indirecta por estos efectores de un promotor se basa en la inhibición de otros promotores (fuertes), lo que conduce a una mayor disponibilidad de RNAP que activa indirectamente el inicio de la transcripción. Los promotores que se activan directamente por ppGpp incluyen P argI , P thrABC , P livJ y P hisG . Los promotores de activación indirecta incluyen los que dependen de factores sigma: S, H, N, E. Cuando se inhiben los promotores fuertes, como rrn , hay más RNAP disponibles para estos factores sigma alternativos.
Patogenia y (p) ppGpp
Cuando (p) ppGpp está ausente, la patogenicidad se ve comprometida por razones que varían con el organismo estudiado. La eliminación de los genes rel A y spo T, pero no el rel A solo, dio un estado (p) ppGpp 0 que resultó en una fuerte atenuación en ratones y no invasividad in vitro. Pruebas de vacunas revelan que 30 días después de una sola inmunización con la (p) ppGpp 0 cepa, los ratones fueron protegidos de desafío con el tipo salvaje de Salmonella a una dosis 10 6 -fold por encima de la LD establecido 50 .
Acumulación de polifosfato
Se propuso que una mayor síntesis de (p) ppGpp causaría acumulación de polifosfato (PolyP) en E. coli . [3] La alarmona podría interactuar con la exopolifosfatasa PPX , lo que inhibiría la hidrólisis de PolyP, provocando así su acumulación en bacterias. Aunque recientemente se ha demostrado que en realidad es DksA y no (p) ppGpp lo que causa esta acumulación. [4] Se ha demostrado en Pseudomonas aeruginosa que el mutante phoU ( phoU pertenece al Pho Regulon) sintetiza más (p) ppGpp y esta sería una de las razones por las que acumula más polifosfato. [5]
Referencias
- ^ Srivatsan, A .; Wang, JD (2008). "Control de la transcripción, traducción y replicación bacteriana por (p) ppGpp". Opinión actual en microbiología . 11 (2): 100-105. doi : 10.1016 / j.mib.2008.02.001 . PMID 18359660 .
- ^ Cashel M, Gentry DR, Hernandez VH, Vinella D: La respuesta estricta. En Escherichia coli y Salmonella : biología celular y molecular, ed. 2. Editado por Neidhardt FC, Curtiss III R, Ingraham JL, Lin ECC, Low KB, Magasanik B, Reznikoff WS, Riley M, Schaechter M, Umbarger HE.ASM Press; 1996.
- ^ Kuroda, Akio; Murphy, Helen; Cashel, Michael; Kornberg, Arthur (22 de agosto de 1997). "Tetra y pentafosfato de guanosina promueven la acumulación de polifosfato inorgánico en Escherichia coli" . Revista de Química Biológica . 272 (34): 21240–21243. doi : 10.1074 / jbc.272.34.21240 . ISSN 0021-9258 . PMID 9261133 .
- ^ Gray, Michael J. (11 de febrero de 2019). "La acumulación de polifosfato inorgánico en Escherichia coli está regulada por DksA pero no por (p) ppGpp" . Revista de bacteriología . 201 (9). doi : 10.1128 / jb.00664-18 . ISSN 0021-9193 . PMC 6456864 . PMID 30745375 .
- ^ de Almeida, Luiz Gustavo; Ortiz, Julia Helena; Schneider, René P .; Spira, Beny (20 de febrero de 2015). "phoUInactivation en Pseudomonas aeruginosa mejora la acumulación de ppGpp y polifosfato" . Microbiología aplicada y ambiental . 81 (9): 3006-3015. doi : 10.1128 / aem.04168-14 . ISSN 0099-2240 . PMC 4393453 . PMID 25710363 .
Otras lecturas
- Condon, C; Squires, C; Squires, CL (1995). "Control de la transcripción de ARNr en Escherichia coli" . Microbiol Rev . 59 (4): 623–45. doi : 10.1128 / MMBR.59.4.623-645.1995 . PMC 239391 . PMID 8531889 .
- Artsimovitch, I; Patlan, V; Sekine, S; Vassylyeva, MN; Hosaka, T; Ochi, K; Yokoyama, S; Vassylyev, DG (2004). "Base estructural para la regulación de la transcripción por alarmone ppGpp". Celular . 117 (3): 299–310. doi : 10.1016 / S0092-8674 (04) 00401-5 . PMID 15109491 . S2CID 17943818 .
- Magnusson, LU; Adiós, A; Nyström, T (2005). "PpGpp: un regulador global en Escherichia coli". Tendencias en microbiología . 13 (5): 236–42. doi : 10.1016 / j.tim.2005.03.008 . PMID 15866041 .
- Potrykus, K; Cashel, M (2008). "(p) ppGpp: ¿Sigue siendo mágico?" . Annu. Rev. Microbiol . 62 : 35–51. doi : 10.1146 / annurev.micro.62.081307.162903 . PMID 18454629 .