El nucleoide (que significa similar a un núcleo ) es una región de forma irregular dentro de la célula procariota que contiene todo o la mayor parte del material genético . [1] [2] [3] El cromosoma de un procariota es circular y su longitud es muy grande en comparación con las dimensiones de las células que necesitan compactarse para encajar. A diferencia del núcleo de una célula eucariota , no está rodeado por una membrana nuclear . En cambio, el nucleoide se forma por condensación y disposición funcional con la ayuda de proteínas arquitectónicas cromosómicas.y moléculas de ARN así como superenrollamiento de ADN . La longitud de un genoma varía ampliamente (generalmente al menos unos pocos millones de pares de bases) y una célula puede contener múltiples copias del mismo.
Aún no se conoce una estructura de alta resolución de un nucleoide bacteriano, sin embargo, se han investigado características clave en Escherichia coli como organismo modelo . En E. coli , el ADN cromosómico está en promedio superenrollado negativamente y plegado en bucles plectonémicos , que están confinados a diferentes regiones físicas y rara vez se difunden entre sí. Estos bucles se organizan espacialmente en regiones del tamaño de una megabase llamadas macrodominios, dentro de los cuales los sitios de ADN interactúan con frecuencia, pero entre los cuales las interacciones son raras. El ADN condensado y organizado espacialmente forma un elipsoide helicoidal que está confinado radialmente en la célula. La estructura tridimensional del ADN en el nuceoide parece variar según las condiciones y está vinculada a la expresión génica, de modo que la arquitectura nucleoide y la transcripción génica son estrechamente interdependientes, influyéndose mutuamente de forma recíproca.
Fondo
En muchas bacterias, el cromosoma es una única molécula de ADN de doble hebra (circular) cerrada covalentemente que codifica la información genética en forma haploide . El tamaño del ADN varía de 500.000 a varios millones de pares de bases (pb) que codifican de 500 a varios miles de genes, según el organismo. [2] El ADN cromosómico está presente en las células en una forma altamente compacta y organizada llamada nucleoide (que significa como un núcleo ), que no está revestido por una membrana nuclear como en las células eucariotas. [6] El nucleoide aislado contiene 80% de ADN, 10% de proteína y 10% de ARN en peso. [7] [8]
La bacteria gramnegativa Escherichia coli es un sistema modelo para la investigación de nucleoides sobre cómo el ADN cromosómico se convierte en nucleoide, los factores involucrados en él, lo que se sabe sobre su estructura y cómo algunos de los aspectos estructurales del ADN influyen en la expresión génica . [2] [3]
Hay dos aspectos esenciales de la formación de nucleoides; condensación de un ADN grande en un espacio celular pequeño y organización funcional del ADN en una forma tridimensional. El cromosoma circular haploide en E. coli consta de ~ 4,6 x 10 6 pb. Si el ADN se relaja en la forma B , tendría una circunferencia de ~ 1,5 milímetros (0,332 nm x 4,6 x 10 6 ). Sin embargo, una molécula de ADN grande, como el ADN cromosómico de E. coli , no permanece como una molécula rígida recta en una suspensión. [5] El movimiento browniano generará curvaturas y dobleces en el ADN. La longitud máxima hasta la cual un ADN de doble hélice permanece recto al resistir la flexión impuesta por el movimiento browniano es ~ 50 nm o 150 pb, que se denomina longitud de persistencia . Por tanto, el ADN puro se condensa sustancialmente sin ningún factor adicional; en equilibrio térmico, asume una forma de espiral aleatoria . [4] [5] La espiral aleatoria de ADN cromosómico de E. coli ocuparía un volumen (4/3 π r 3 ) de ~ 523 µm 3 , calculado a partir del radio de giro ( R g = (√N a) / √ 6) donde a es la longitud de Kuhn (2 x longitud de persistencia) y N es el número de segmentos de longitud de Kuhn en el ADN (longitud total del ADN dividida por a ). [5] Aunque el ADN ya está condensado en forma de espiral aleatoria, todavía no puede asumir el volumen del nucleoide que es inferior a una micra. Por lo tanto, la propiedad inherente del ADN no es suficiente: factores adicionales deben ayudar a condensar el ADN aún más en el orden de ~ 10 3 (volumen de la espiral aleatoria dividido por el volumen de nucleoide). El segundo aspecto esencial de la formación de nucleoides es la disposición funcional del ADN. El ADN cromosómico no solo se condensa, sino que también se organiza funcionalmente de manera compatible con los procesos de transacción del ADN, como la replicación , recombinación , segregación y transcripción . [9] [10] [11] Casi cinco décadas de investigación a partir de 1971, [7] han demostrado que la forma final del nucleoide surge de una organización jerárquica del ADN. A la escala más pequeña (1 kb o menos), las proteínas arquitectónicas de ADN asociadas a nucleoides condensan y organizan el ADN doblando, formando bucles, formando puentes o envolviendo el ADN. A mayor escala (10 kb o más), el ADN forma bucles plectonémicos, una forma trenzada de ADN inducida por superenrollamiento. En la escala de megabase, los bucles pllectonémicos se fusionan en seis dominios organizados espacialmente (macrodominios), que se definen por interacciones físicas más frecuentes entre sitios de ADN dentro del mismo macrodominio que entre diferentes macrodominios. [12] Las conexiones ADN-ADN de largo y corto alcance formadas dentro y entre los macrodominios contribuyen a la condensación y la organización funcional. Finalmente, el nucleoide es un elipsoide helicoidal con regiones de ADN altamente condensado en el eje longitudinal. [13] [14] [15]
Condensación y organización
Proteínas asociadas a nucleoides (NAP)
En eucariotas, el ADN genómico se condensa en forma de una matriz repetida de partículas de proteína de ADN llamadas nucleosomas . [16] [17] [18]
Un nucleosoma consta de ~ 146 pb de ADN envuelto alrededor de un complejo octamérico de proteínas histonas . Aunque las bacterias no tienen histonas, poseen un grupo de proteínas de unión al ADN denominadas proteínas asociadas a nucleoides (NAP) que son funcionalmente análogas a las histonas en un sentido amplio. Los NAP son muy abundantes y constituyen una proporción significativa del componente proteico del nucleoide. [19]
Una característica distintiva de los NAP es su capacidad para unirse al ADN tanto de una manera específica (específica de secuencia o de estructura) como no específica de secuencia. Como resultado, las NAP son proteínas de doble función. [20] La unión específica de los NAP está implicada principalmente en la transcripción , la replicación , la recombinación y la reparación de genes específicos . [9] [10] [11] En el pico de su abundancia, el número de moléculas de muchos NAP es varios órdenes de magnitud mayor que el número de sitios de unión específicos en el genoma. [20] Por lo tanto, se razona que los NAP se unen al ADN cromosómico principalmente en el modo no específico de secuencia y es este modo el que es crucial para la compactación cromosómica. Cabe señalar que la denominada unión no específica de secuencia de un NAP puede no ser completamente aleatoria. Podría haber una baja especificidad de secuencia y / o especificidad estructural debido a la conformación del ADN dependiente de la secuencia o la conformación del ADN creada por otros NAP. [18]
Aunque los mecanismos moleculares de cómo los NAP condensan el ADN in vivo no se comprenden bien, según los extensos estudios in vitro , parece que los NAP participan en la compactación cromosómica a través de los siguientes mecanismos: Los NAP inducen y estabilizan las curvas en el ADN, por lo que ayudan en la condensación del ADN al reducir la duración de la persistencia. [20] Los NAP condensan el ADN formando puentes, envolviendo y agrupando lo que podría ocurrir entre segmentos de ADN cercanos o segmentos de ADN distantes del cromosoma. Otro mecanismo por el cual los NAP participan en la compactación cromosómica es restringiendo las superenrollamientos negativos en el ADN, contribuyendo así a la organización topológica del cromosoma. [20]
Hay al menos 12 NAP identificados en E. coli, [20] los más estudiados son HU, IHF, H-NS y Fis. Su abundancia y propiedades de unión al ADN y su efecto sobre la condensación y organización del ADN se resumen en las tablas siguientes. [20]
Proteína | Masa molecular (kDa) | Unidad funcional nativa | Abundancia 1 en fase de crecimiento | Abundancia 1 en fase estacionaria |
---|---|---|---|---|
HUα y HUβ | ~ 9 | Homo y heterodímero | 55.000 (23) | 30.000 (12,5) |
IHFα y IHFβ | ~ 11 | Heterodimer | 12.000 (5) | 55.000 (23) |
H-NS | ~ 15 | Homodimer | 20.000 (8) | 15.000 (6) |
Fis | ~ 11 | Homodimer | 60.000 (25) | Indetectable |
Dps | ~ 19 | Dodecamer | 6.000 (0,4) | 180.000 (12,5) |
1 Se tomaron datos de abundancia (moléculas / célula); [21] El número entre paréntesis es la concentración micromolar calculada mediante la siguiente fórmula: (número de unidades funcionales nativas / número de Avogadro) x (1 / volumen celular en litros) x 10 3 . El volumen celular en litros (2 x 10-15 ) se determinó asumiendo que el volumen de la célula de E. coli era de 2 μm 3 . [21]
Proteína | Motivo de encuadernación | Afinidad de unión a ADN específica 1 | Afinidad de unión aleatoria al ADN 1 |
---|---|---|---|
HU | Un motivo estructural definido por dobleces y torceduras en el ADN [22] [23] | 7,5 x 10 −9 [24] | 4,0 x 10 −7 [24] |
H-NS | WATCAANNNNTTR [25] | 1,5 x 10 −9 [26] | 1,7 x 10 −6 [26] |
IHF | TCGATAAATT [27] | 10-15 x 10 −9 [28] | 6 x 10 −8 [28] |
Fis | GNTYAAAWTTTRANC [29] | 0,2-1,0 x 10 −9 [29] [30] | > 8,0 x 10 −6 [30] |
Dps | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | 1,65 x 10 −7 [31] |
MatP | GTGACRNYGTCAC [32] | 8,0 x 10 −9 | DAKOTA DEL NORTE |
MukBEF | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE |
1 La afinidad de unión se refiere a la constante de disociación de equilibrio (Kd) en unidades molares (M). ND = no determinado
HU
La proteína tipo histona de la cepa U93 (HU) de E. coli es una proteína conservada evolutivamente en bacterias. [33] [34] HU existe en E. coli como homo y heterodímeros de dos subunidades HUα y HUβ que comparten 69% de identidad de aminoácidos. [35] Aunque se conoce como una proteína similar a las histonas, los parientes funcionales cercanos de HU en eucariotas son proteínas del grupo de alta movilidad (HMG) y no histonas. [36] [37] HU es una proteína de unión al ADN no específica de secuencia. Se une con baja afinidad a cualquier ADN lineal. Sin embargo, se une preferentemente con alta afinidad a un ADN estructuralmente distorsionado. [38] [39] [40] [41] [42] [24] Ejemplos de sustratos de ADN distorsionados incluyen ADN cruciforme , ADN abultado, ADN bicatenario que contiene una rotura de una sola hebra, como mellas , huecos o bifurcaciones . Además, HU se une y estabiliza específicamente un bucle de ADN mediado por proteínas. [43] En el modo de unión de ADN estructuralmente específico, HU reconoce un motivo estructural común definido por dobleces o torsiones creados por distorsión, [22] [44] [23] mientras que se une a un ADN lineal bloqueando la cadena principal de fosfato. [45] Si bien la unión estructuralmente específica de alta afinidad es necesaria para funciones especializadas de HU, como la recombinación específica del sitio , la reparación del ADN , el inicio de la replicación del ADN y la regulación de genes, [9] [10] [11] parece que el La unión general de baja afinidad está involucrada en la condensación del ADN. [45] En inmunoprecipitación de cromatina junto con secuenciación de ADN ( ChIP-Seq ), HU no revela ningún evento de unión específico. [46] En cambio, muestra una unión uniforme a través del genoma que presumiblemente refleja su unión, en su mayoría débil, no específica de secuencia, enmascarando así la unión de alta afinidad in vivo . [46]
En las cepas que carecen de HU, el nucleoide se "descondensa", de acuerdo con el papel de HU en la compactación del ADN. [47] Los siguientes estudios in vitro sugieren posibles mecanismos de cómo HU podría condensar y organizar el ADN in vivo . HU no solo se une de manera estable al ADN distorsionado con curvas, sino que induce curvas flexibles incluso en un ADN lineal a una concentración inferior a 100 nM. Por el contrario, HU muestra el efecto arquitectónico opuesto sobre el ADN a concentraciones más altas fisiológicamente relevantes. [45] [9] [10] [11] [47] [48] Forma filamentos rígidos de nucleoproteínas que provocan el enderezamiento del ADN y no la flexión. Los filamentos pueden formar además una red de ADN (agrupamiento de ADN) expandible tanto lateral como medialmente debido a la multimerización HU-HU desencadenada por la unión de ADN no específica de secuencia. [45]
¿Cómo son estos comportamientos de HU relevantes dentro de la célula? La formación de filamentos requiere una unión de alta densidad de HU al ADN, un dímero de HU por cada ADN de 9-20 pb. Pero solo hay un dímero HU cada ~ 150 pb del ADN cromosómico según la abundancia estimada de 30.000 dímeros HU por célula (4600000 pb / 30.000). [21] Esto indica que es más probable que las curvas flexibles se produzcan in vivo . La flexión flexible causaría condensación debido a una reducción en la longitud de persistencia del ADN, como lo muestran los experimentos de pinzas magnéticas , que permiten estudiar la condensación de una sola molécula de ADN por una proteína de unión al ADN. [48] [49] Sin embargo, debido a la cooperatividad , los filamentos rígidos y las redes podrían formarse en algunas regiones del cromosoma. La formación del filamento por sí sola no induce la condensación, [48] pero la formación de redes o el agrupamiento del ADN pueden contribuir sustancialmente a la condensación al unir segmentos cromosómicos cercanos o distantes. [45]
IHF
El factor de integración del anfitrión (IHF) es estructuralmente casi idéntico al HU [51] pero se comporta de manera diferente al HU en muchos aspectos. A diferencia de HU, que se une preferentemente a un motivo estructural independientemente de la secuencia, IHF se une preferentemente a una secuencia de ADN específica, aunque la especificidad surge a través de la estructura y deformabilidad del ADN dependiente de la secuencia. La unión específica de IHF en sitios afines dobla el ADN bruscamente en> 160 grados. [51] Una ocurrencia del motivo de secuencia afín es aproximadamente 3000 en el genoma de E. coli . [46] La abundancia estimada de IHF en la fase de crecimiento es de aproximadamente 6000 dímeros por célula. Suponiendo que un dímero de IHF se une a un solo motivo y que el nucleoide contiene más de un genoma equivalente durante la fase de crecimiento exponencial, la mayoría de las moléculas de IHF ocuparían sitios específicos en el genoma y probablemente solo condensarían el ADN induciendo una curvatura pronunciada. [46]
Además de la unión preferencial a una secuencia de ADN específica, IHF también se une al ADN de una manera no específica de secuencia con afinidades similares a HU. Un papel de la unión no específica de IHF en la condensación del ADN parece ser crítico en la fase estacionaria porque la abundancia de IHF aumenta cinco veces en la fase estacionaria y los dímeros de IHF adicionales probablemente se unirían al ADN cromosómico de manera no específica. [21] [52] [53] A diferencia de HU, IHF no forma filamentos rígidos gruesos en concentraciones más altas. En cambio, su unión no específica también induce la flexión del ADN, aunque el grado de flexión es mucho menor que en sitios específicos y es similar a la flexión flexible inducida por HU en un ADN lineal a bajas concentraciones. [54] In vitro , la flexión inducida por la unión no específica de IHF puede causar condensación del ADN y promueve la formación de complejos de nucleoproteínas de orden superior dependiendo de las concentraciones de cloruro de potasio y cloruro de magnesio. [54] La organización del ADN de orden superior por IHF in vivo aún no está clara. [54]
H-NS
Una característica distinguible de la proteína estructurante de nucleoides (H-NS) similar a las histonas o termoestable [55] [56] [57] [58] de otros NAP es la capacidad de cambiar de la forma homodimérica a concentraciones relativamente bajas (<1 x 10-5 M) a un estado oligomérico en niveles más altos. [59] [60] Debido a las propiedades de oligomerización, la H-NS se propaga lateralmente a lo largo del ADN rico en AT en una reacción de nucleación , donde los sitios de alta afinidad funcionan como centros de nucleación. [61] [62] [28] La propagación de H-NS en el ADN da como resultado dos resultados opuestos según la concentración de magnesio en la reacción. A baja concentración de magnesio (<2 mM), la H-NS forma filamentos rígidos de nucleoproteínas mientras que forma puentes inter e intramoleculares a concentraciones más altas de magnesio (> 5 mM). [63] [64] [65] [66] [67] La formación de filamentos rígidos da como resultado el enderezamiento del ADN sin condensación, mientras que la formación de puentes provoca un plegamiento sustancial del ADN. [66] El análisis de la unión de H-NS en el genoma mediante ensayos de ChIP-Seq proporcionó pruebas indirectas de la propagación de H-NS en el ADN in vivo . H-NS se une selectivamente a 458 regiones del genoma. [50] Aunque se ha demostrado que H-NS prefiere el ADN curvo formado por pistas A repetidas en las secuencias de ADN [61] [68], la base de la unión selectiva es la presencia de un motivo de secuencia conservado que se encuentra en regiones ricas en AT. [27] Más importante aún, la ocurrencia frecuente del motivo de secuencia dentro de una región de unión H-NS que puede reforzar las interacciones cooperativas proteína-proteína, y la longitud inusualmente larga de la región de unión son consistentes con la propagación de la proteína. El hecho de que la formación de filamentos o el puente de ADN prevalezca in vivo depende de la concentración fisiológica de magnesio dentro de la célula. [66] [69] Si la concentración de magnesio es uniformemente baja (<5 mM), la H-NS formaría filamentos rígidos de nucleoproteínas in vivo . [66] Alternativamente, si hay una distribución desigual de magnesio en la célula, podría promover tanto la formación de puentes como la rigidez del ADN, pero en diferentes regiones del nucleoide. [66]
Además, H-NS es mejor conocido como un silenciador génico global que inhibe preferentemente la transcripción de genes transferidos horizontalmente y es el filamento rígido el que conduce al silenciamiento génico. [70] [71] En conjunto, parece que la formación de filamentos rígidos es el resultado más probable de las interacciones H-NS-ADN in vivo que conduce al silenciamiento de genes pero no induce la condensación del ADN. De manera consistente, la ausencia de H-NS no cambia el volumen nucleoide. [72] Sin embargo, es posible que E. coli experimente una alta concentración de magnesio en algunas condiciones ambientales. En tales condiciones, H-NS puede cambiar de su forma de inducción de filamentos a la forma de inducción de puentes que contribuye a la condensación y organización del ADN. [66]
Fis
El factor de estimulación de inversión (Fis) es una proteína de unión a ADN específica de secuencia que se une a secuencias de ADN específicas que contienen un motivo simétrico de 15 pb. [29] [30] [73] Al igual que IHF, Fis induce la flexión del ADN en sitios afines. La capacidad de doblar el ADN es evidente en la estructura del homodímero de Fis. Un homodímero de Fis posee dos motivos de hélice-vuelta-hélice (HTH), uno de cada monómero. Un motivo HTH reconoce típicamente el surco principal del ADN. Sin embargo, la distancia entre las hélices de reconocimiento de ADN de los dos motivos HTH en el homodímero de Fis es de 25 Å , es decir, ~ 8 Å más corta que el tono de un ADN-B canónico , lo que indica que la proteína debe doblar o torcer el ADN para unirse de manera estable. . [74] [75] De manera consistente, la estructura cristalina de los complejos Fis-ADN muestra que la distancia entre las hélices de reconocimiento permanece sin cambios, mientras que las curvas de ADN están en el rango de 60-75 grados. [30] Hay 1464 regiones de unión a Fis distribuidas a través del genoma de E. coli y un motivo de unión, identificado computacionalmente, coincide con el motivo conocido de 15 pb. [50] [76] La unión específica de Fis en dichos sitios induciría dobleces en el ADN, por lo que contribuiría a la condensación del ADN al reducir la longitud de persistencia del ADN. Además, muchos sitios de unión de Fis ocurren en tándem, como los de los promotores de ARN estables, por ejemplo, el promotor P1 del operón de ARNr rrnB . Es probable que la flexión coherente de Fis en los sitios en tándem cree un micro-bucle de ADN que puede contribuir aún más a la condensación del ADN. [77]
Además de la unión específica de alta afinidad a sitios afines, Fis puede unirse a una secuencia de ADN aleatoria. La unión de ADN no específica es significativa porque Fis es tan abundante como HU en la fase de crecimiento . Por lo tanto, se espera que la mayoría de las moléculas de Fis se unan al ADN de una manera no específica de secuencia. Los experimentos con pinzas magnéticas muestran que esta unión no específica de Fis puede contribuir a la condensación y organización del ADN. [78] [79] Fis provoca la condensación leve de una sola molécula de ADN a <1 mM, pero induce un plegamiento sustancial a través de la formación de bucles de ADN de un tamaño medio de ~ 800 pb a> 1 mM. Los bucles en los experimentos de pinzas magnéticas son distintos de los micro bucles creados por la flexión coherente del ADN en sitios afines, ya que requieren la formación de complejos de ADN-proteína de alta densidad logrados por unión independiente de secuencia. Aunque aún no se ha demostrado la aparición de tales bucles in vivo , la unión de Fis de alta densidad puede ocurrir in vivo a través de la acción concertada de la unión tanto específica como no específica. La aparición en tándem de sitios específicos podría iniciar una reacción de nucleación similar a la de H-NS, y luego la unión no específica conduciría a la formación de matrices de Fis localizadas de alta densidad. El puente entre estas regiones localizadas puede crear grandes bucles de ADN. [79] Fis está presente exclusivamente en la fase de crecimiento y no en la fase estacionaria . [80] [81] Por lo tanto, cualquier papel en la condensación cromosómica de Fis debe ser específico para las células en crecimiento. [81]
ARN asociados a nucleoides (naRNA)
Los primeros estudios que examinaron el efecto del tratamiento con ARNasa A en nucleoides aislados indicaron que el ARN participó en la estabilización del nucleoide en el estado condensado. [82] Además, el tratamiento con RNasa A rompió las fibras de ADN en fibras más delgadas, como se observó mediante un microscopio de fuerza atómica del nucleoide utilizando el "procedimiento de lisis sobre el sustrato". [83] Estos hallazgos demostraron la participación del ARN en la estructura nucleoide, pero la identidad de la (s) molécula (s) de ARN permaneció desconocida hasta hace poco. [47] La mayoría de los estudios sobre HU se centraron en su unión al ADN. [83] Sin embargo, HU también se une al dsRNA y a los híbridos RNA-DNA con una afinidad más baja similar a la de un dsDNA lineal. [84] Además, HU se une preferentemente a ARN que contiene estructuras secundarias y un híbrido de ARN-ADN en el que el ARN contiene una muesca o saliente. [84] [85] Las afinidades de unión de HU con estos sustratos de ARN son similares a aquellas con las que se une al ADN distorsionado. Un estudio de inmunoprecipitación de ARN unido a HU acoplado a transcripción inversa y microarrays (RIP-Chip), así como un análisis de ARN de nucleoides intactos purificados, identificó moléculas de ARN asociadas a nucleoides que interactúan con HU. [47] Varios de ellos son ARN no codificantes, y uno de esos ARN llamado naRNA4 (ARN 4 asociado a nucleoides) está codificado en un palíndromo extragénico repetitivo ( REP325 ). En una cepa que carece de REP325 , el nucleoide se descondensa como en una cepa que carece de HU. [47] El naRNA4 probablemente participe en la condensación del ADN conectando segmentos de ADN en presencia de HU. [86] Estudios recientes proporcionan información sobre el mecanismo molecular de cómo naRNA4 establece conexiones ADN-ADN. El ARN se dirige a regiones de ADN que contienen estructuras cruciformes y forma un complejo ARN-ADN que es fundamental para establecer conexiones ADN-ADN. [87] Sorprendentemente, aunque HU ayuda en la formación del complejo, no está presente en el complejo final, lo que indica su papel potencial como catalizador (acompañante). La naturaleza del complejo ARN-ADN sigue siendo desconcertante porque la formación del complejo no implica un extenso emparejamiento de bases Watson / Crick, pero es sensible a la ARNasa H, que escinde el ARN en un híbrido ARN-ADN y el complejo se une a un anticuerpo específico para Híbridos de ARN-ADN. [47] [83] [84]
Superenrollamiento
Debido a su estructura helicoidal , una molécula de ADN de doble hebra se vuelve topológicamente constreñida en la forma circular cerrada covalentemente que elimina la rotación de los extremos libres. [88] El número de veces que las dos hebras se cruzan en un ADN con restricciones topológicas se denomina número de enlace (Lk), que es equivalente al número de vueltas helicoidales o torsiones en una molécula circular. [89] La Lk de un ADN topológico permanece invariable, sin importar cómo se deforme la molécula de ADN, siempre que ninguna de las hebras se rompa. [90] [91]
El Lk del ADN en forma relajada se define como Lk 0 . Para cualquier ADN, Lk 0 se puede calcular dividiendo la longitud (en pb) del ADN por el número de pb por vuelta helicoidal. Esto es igual a 10,4 pb para el ADN en forma B relajado . Cualquier desviación de Lk 0 provoca el superenrollamiento del ADN. Una disminución en el número de enlaces (Lk
El estado superenrollado (cuando Lk no es igual a Lk 0 ) da como resultado una transición en la estructura del ADN que puede manifestarse como un cambio en el número de giros (negativo <10,4 pb / vuelta, positivo> 10,4 pb por vuelta) y / o en la formación de retorcimientos , llamados superenrollamientos. Por lo tanto, Lk se define matemáticamente como una suma dependiente del signo de los dos parámetros geométricos, torsión y retorcimiento. Una medida cuantitativa de superenrollamiento que es independiente del tamaño de las moléculas de ADN es la densidad de superenrollamiento (σ) donde σ = ∆Lk / Lk 0 . [91]
Las escrituras pueden adoptar dos estructuras; plectoneme y solenoide o toroide. Una estructura plectonémica surge del entrelazado del eje helicoidal. Las superenrollamientos toroidales se originan cuando el ADN forma varias espirales, alrededor de un eje y no se cruzan entre sí, como las de un cable telefónico. [90] Los retorcimientos en la forma de plectonemas son diestros y zurdos en ADN superenrollado positiva o negativamente, respectivamente. La lateralidad de las superenrollamientos toroidales es opuesta a las de los plectonemas. Tanto los plectonemas como los superenrollamientos toroidales pueden estar en forma libre o restringidos en forma unida con proteínas. El mejor ejemplo de superenrollamiento toroidal ligado en biología es el nucleosoma eucariota en el que el ADN envuelve las histonas . [17]
Superenrollamientos plectonémicos en E. coli
En la mayoría de las bacterias, el ADN está presente en forma superenrollada. La naturaleza circular del cromosoma de E. coli hace que sea una molécula topológicamente restringida que en su mayoría está superenrollada negativamente con una densidad de superenrollamiento promedio estimada (σ) de -0,05. [93] En la cromatina eucariota , el ADN se encuentra principalmente en la forma toroidal que está restringida y definida por histonas a través de la formación de nucleosomas. Por el contrario, en el nucleoide de E. coli , aproximadamente la mitad del ADN cromosómico está organizado en forma de superenrollamientos plectonémicos libres. [94] [95] [96] El ADN restante se restringe en la forma plectonémica o en formas alternativas, que incluyen, entre otras, la forma toroidal, mediante la interacción con proteínas como las NAP. Por tanto, los superenrollamientos plectonémicos representan el superenrollamiento eficaz del genoma de E. coli que es responsable de su condensación y organización. Tanto el superenrollamiento plectonémico como el toroidal ayudan en la condensación del ADN. Es de destacar que debido a la ramificación de las estructuras plectonémicas, proporciona menos condensación de ADN que la estructura toroidal. Una molécula de ADN del mismo tamaño con densidades de superenrollamiento iguales es más compacta en forma toroidal que en forma plectonémica. Además de condensar el ADN, el superenrollamiento ayuda a la organización del ADN. Promueve el desenredo del ADN al reducir la probabilidad de catenaria. [97] El superenrollamiento también ayuda a acercar dos sitios distantes de ADN, lo que promueve una posible interacción funcional entre diferentes segmentos de ADN. [91]
Fuentes de superenrollamiento en E. coli
Tres factores contribuyen a generar y mantener el superenrollamiento del ADN cromosómico en E. coli : (i) actividades de las topoisomerasas , (ii) el acto de transcripción y (iii) NAP. [95]
Topoisomerasas
Las topoisomerasas son una categoría particular de enzimas metabólicas del ADN que crean o eliminan el superenrollamiento al romper y luego volver a ligar las hebras de ADN. [98] E. coli posee cuatro topoisomerasas. La ADN girasa introduce el superenrollamiento negativo en presencia de ATP y elimina el superenrollamiento positivo en ausencia de ATP. [99] En todas las formas de vida, la ADN girasa es la única topoisomerasa que puede crear superenrollamientos negativos y es debido a esta capacidad única que los genomas bacterianos poseen superenrollamientos negativos libres; La ADN girasa se encuentra en todas las bacterias, pero está ausente en los eucariotas superiores. Por el contrario, Topo I se opone a la ADN girasa al relajar el ADN superenrollado negativamente. [100] [101] Existe evidencia genética que sugiere que un equilibrio entre las actividades opuestas de la ADN girasa y Topo I es responsable de mantener un nivel de estado estable de superhelicidad negativa promedio en E. coli . [100] [102] Ambas enzimas son esenciales para la supervivencia de E. coli . Una cepa nula de topA , el gen que codifica Topo I, sobrevive únicamente debido a la presencia de mutaciones supresoras en los genes que codifican la ADN girasa. [100] [102] Estas mutaciones dan como resultado una actividad de girasa reducida, lo que sugiere que el exceso de superenrollamiento negativo debido a la ausencia de Topo I se compensa con la reducción de la actividad de superenrollamiento negativo de la ADN girasa. Topo III es prescindible en E. coli y no se sabe que tenga ningún papel en el superenrollamiento en E. coli. [103] La función principal de Topo IV es resolver los cromosomas hermanos. Sin embargo, se ha demostrado que también contribuye al nivel de estado estacionario de superenrollamiento negativo al relajar el superenrollamiento negativo junto con Topo I. [104] [105]
Topoisomerasa | Tipo | Función | Escisión monocatenaria o bicatenaria |
---|---|---|---|
Topoisomerasa I | I A | Elimina el superenrollamiento (-) | SS |
Topoisomerasa III | I A | Elimina el superenrollamiento (-) | SS |
Topoisomerasa IV | IIA | Elimina el superenrollamiento (-) | DS |
ADN girasa | IIA | Crea (-) superenrollamiento y elimina (+) superenrollamiento | DS |
Transcripción
Un modelo de dominio de superenrollamiento gemelo propuesto por Liu y Wang argumentó que el desenrollamiento de la doble hélice del ADN durante la transcripción induce el superenrollamiento en el ADN, como se muestra en. [106] Según su modelo, el deslizamiento de la ARN polimerasa (RNAP) a lo largo del ADN obliga al ADN a girar en su eje helicoidal. Puede surgir un obstáculo en la rotación libre del ADN debido a una restricción topológica, lo que hace que el ADN frente a RNAP se tuerza demasiado (superenrollado positivamente) y el ADN detrás de RNAP se tuerza insuficientemente (superenrollado negativamente). Se ha encontrado que no se necesita una restricción topológica porque RNAP genera suficiente torque que causa el superenrollamiento incluso en una plantilla de ADN lineal. [107] Si el ADN ya está superenrollado negativamente, esta acción relaja los superenrollamientos negativos existentes antes de provocar una acumulación de superenrollamientos positivos antes de RNAP e introduce más superenrollamientos negativos detrás de RNAP. En principio, la ADN girasa y el Topo I deberían eliminar el exceso de superenrollamientos positivos y negativos, respectivamente, pero si la tasa de elongación del RNAP supera el recambio de las dos enzimas, la transcripción contribuye al nivel de superenrollamiento en estado estacionario. [107]
Control de superenrollamiento por NAP
En la cromatina eucariota, el ADN rara vez está presente en la forma superenrollada libre porque los nucleosomas restringen casi todos los superenrollamientos negativos mediante la unión estrecha del ADN a las histonas. De manera similar, en E. coli , los complejos de nucleoproteínas formados por NAP restringen la mitad de la densidad de superenrollamiento del nucleoide. [93] [96] En otras palabras, si un NAP se disocia de un complejo de nucleoproteína , el ADN adoptaría la forma plectonémica libre. Se ha demostrado experimentalmente que la unión al ADN de HU, Fis y H-NS restringe el superenrollamiento negativo en un ADN relajado pero con restricciones topológicas. [108] [109] [110] [111] [112] Pueden hacerlo cambiando el paso helicoidal del ADN o generando retorcimientos toroidales doblando y envolviendo el ADN. Alternativamente, los NAP se pueden unir preferentemente a otras formas del ADN subwoundido y estabilizarlas, como las estructuras cruciformes y los plectonemas ramificados. Se ha informado que Fis organiza plectonemas ramificados a través de su unión a regiones de cruce y HU se une preferentemente a estructuras cruciformes. [112]
Los NAP también regulan indirectamente el superenrollamiento del ADN. Los Fis pueden modular el superenrollamiento reprimiendo la transcripción de los genes que codifican la ADN girasa. [113] Existe evidencia genética que sugiere que HU controla los niveles de superenrollamiento estimulando la ADN girasa y reduciendo la actividad de Topo I. [114] [115] En apoyo de los estudios genéticos, se demostró que HU estimula la decantación catalizada por ADN girasa de ADN in vitro . [116] No está claro mecánicamente cómo HU modula las actividades de la girasa y Topo I. HU podría interactuar físicamente con la ADN girasa y Topo I o las actividades de organización del ADN de HU, como la flexión del ADN, pueden facilitar o inhibir la acción de la ADN girasa y Topo. Yo respectivamente. [114] [116]
Las superenrollamientos plelectonémicos se organizan en múltiples dominios topológicos
Una de las características sorprendentes del nucleoide es que las superenrollamientos pllectonémicos están organizados en múltiples dominios topológicos. [117] En otras palabras, un solo corte en un dominio solo relajará ese dominio y no los demás. Se forma un dominio topológico debido a una barrera de difusión de superenrollamiento. Estudios independientes que emplean diferentes métodos han informado que los dominios topológicos son de tamaño variable que van desde 10 a 400 kb. [95] [117] [118] Una ubicación aleatoria de barreras comúnmente observada en estos estudios parece explicar la amplia variabilidad en el tamaño de los dominios. [117]
Aunque las identidades de las barreras de dominio aún no se han establecido, los posibles mecanismos responsables de la formación de las barreras incluyen: (i) Se podría formar una barrera de dominio cuando una proteína con la capacidad de restringir las superenrollamientos se une simultáneamente a dos sitios distintos en el cromosoma formando una topología. dominio o bucle de ADN aislado. Se ha demostrado experimentalmente que el bucle mediado por proteínas en el ADN superenrollado puede crear un dominio topológico. [119] [120] Los NAP como H-NS y Fis son candidatos potenciales, según sus capacidades de bucle de ADN y la distribución de sus sitios de unión. (ii) Los elementos de mosaico intercalados bacterianos (BIME) también aparecen como candidatos potenciales para las barreras de dominio. Los BIME son secuencias de repeticiones palindrómicas que generalmente se encuentran entre genes. Se ha demostrado que un BIME impide la difusión del superenrollamiento en un casete topológico diseñado sintéticamente que se inserta en el cromosoma de E. coli . [121] Hay ~ 600 BIME distribuidos en el genoma, posiblemente dividiendo el cromosoma en 600 dominios topológicos. [122] (iii) Las barreras también podrían resultar de la unión del ADN a la membrana celular a través de una proteína que se une tanto al ADN como a la membrana o mediante la transcripción incipiente y la traducción de proteínas ancladas a la membrana. (iv) La actividad de transcripción puede generar barreras de difusión de superenrollamiento. Se ha demostrado que un RNAP de transcripción activa bloquea la disipación de superenrollamientos plectonémicos, formando así una barrera de difusión del superenrollamiento. [123] [124] [125]
Dinámica nucleoide dependiente de la fase de crecimiento
El nucleoide se reorganiza en células de fase estacionaria, lo que sugiere que la estructura del nucleoide es muy dinámica, determinada por el estado fisiológico de las células. Una comparación de mapas de contacto de alta resolución del nucleoide reveló que los contactos de largo alcance en el macrodominio Ter aumentaron en la fase estacionaria , en comparación con la fase de crecimiento . [126] Además, los límites de CID en la fase estacionaria eran diferentes de los encontrados en la fase de crecimiento. Finalmente, la morfología de los nucleoides sufre una transformación masiva durante la fase estacionaria prolongada; [127] el nucleoide exhibe estructuras toroidales ordenadas. [128]
Los cambios específicos de la fase de crecimiento en la estructura de los nucleoides podrían producirse mediante un cambio en los niveles de las proteínas arquitectónicas del ADN asociadas con los nucleoides (las subunidades NAP y Muk), el superenrollamiento y la actividad de transcripción. La abundancia de NAP y las subunidades de Muk cambia según el ciclo de crecimiento bacteriano. Fis y la proteína de unión al ADN inducida por inanición Dps, otro NAP, están presentes casi exclusivamente en la fase de crecimiento y la fase estacionaria, respectivamente. Los niveles de Fis aumentan al entrar en la fase exponencial y luego disminuyen rápidamente mientras las células todavía están en la fase exponencial, alcanzando niveles que son indetectables en la fase estacionaria. [129] Mientras que los niveles de Fis comienzan a disminuir, los niveles de Dps comienzan a aumentar y alcanzar un máximo en la fase estacionaria. [21] Una transición dramática en la estructura nucleoide observada en la fase estacionaria prolongada se ha atribuido principalmente a Dps. Forma conjuntos de ADN / cristalinos que actúan para proteger al nucleoide de los agentes que dañan el ADN presentes durante la inanición. [128]
HU, IHF y H-NS están presentes tanto en la fase de crecimiento como en la estacionaria. [21] Sin embargo, su abundancia cambia significativamente, de modo que HU y Fis son los NAP más abundantes en la fase de crecimiento, mientras que IHF y Dps se convierten en los NAP más abundantes en la fase estacionaria. [21] HUαα es la forma predominante en la fase exponencial temprana, mientras que la forma heterodimérica predomina en la fase estacionaria, con cantidades menores de homodímeros. [130] Esta transición tiene consecuencias funcionales con respecto a la estructura de los nucleoides, porque las dos formas parecen organizar y condensar el ADN de manera diferente; tanto los homo como los heterodímeros forman filamentos, pero solo el homodímero puede unir múltiples segmentos de ADN para formar una red de ADN. [45] El número de copias de MukB se duplica en la fase estacionaria. [131] [132] Un aumento en el número de moléculas de MukB podría influir en la procesividad del complejo MukBEF como factor de extrusión del bucle de ADN, lo que da como resultado un número mayor o mayor de bucles. [131] [132]
El superenrollamiento puede actuar de manera concertada con las proteínas arquitectónicas del ADN para reorganizar el nucleoide. El nivel de superenrollamiento general disminuye en la fase estacionaria y el superenrollamiento muestra un patrón diferente a nivel regional. [133] Los cambios en el superenrollamiento pueden alterar la organización topológica del nucleoide. Además, debido a que una región cromosómica de alta actividad de transcripción forma un límite de CID, los cambios en la actividad de transcripción durante las diferentes fases de crecimiento podrían alterar la formación de los límites de CID y, por lo tanto, la organización espacial del nucleoide. Es posible que los cambios en los límites de CID observados en la fase estacionaria puedan deberse a la alta expresión de un conjunto diferente de genes en la fase estacionaria en comparación con la fase de crecimiento. [126]
Estructura nucleoide y expresión génica
NAP y expresión génica
La estructura cromosómica de E. coli y la expresión génica parecen influirse mutuamente de forma recíproca. Por un lado, una correlación de un límite de CID con una alta actividad de transcripción indica que la organización de los cromosomas está impulsada por la transcripción. Por otro lado, la estructura tridimensional del ADN dentro del nucleoide en todas las escalas puede estar relacionada con la expresión génica. Primero, se ha demostrado que la reorganización de la arquitectura 3D del nucleoide en E. coli puede modular dinámicamente el patrón de transcripción celular. [134] Un mutante de HUa hizo que el nucleoide se condensara mucho por el aumento de la superhelicidad positiva del ADN cromosómico. En consecuencia, se reprimieron muchos genes y se expresaron muchos genes inactivos. Además, hay muchos casos específicos en los que los cambios arquitectónicos locales mediados por proteínas alteran la transcripción de genes. Por ejemplo, la formación de filamentos de nucleoproteína rígidos por H-NS bloquea el acceso de RNAP al promotor, por lo que previene la transcripción de genes. [135] A través del silenciamiento de genes, H-NS actúa como un represor global inhibiendo preferentemente la transcripción de genes transferidos horizontalmente. [50] [27] En otro ejemplo, la unión específica de HU en el operón gal facilita la formación de un bucle de ADN que mantiene el operón gal reprimido en ausencia del inductor. [136] El micro-bucle de ADN topológicamente distinto creado por la flexión coherente del ADN por parte de Fis en promotores de ARN estables activa la transcripción. [77] La flexión del ADN por IHF controla diferencialmente la transcripción de los dos promotores en tándem del operón ilvGMEDA en E. coli . [137] [138] Los cambios topológicos específicos de los NAP no solo regulan la transcripción de genes, sino que también están involucrados en otros procesos como el inicio de la replicación del ADN, la recombinación y la transposición. [9] [10] [11] En contraste con la regulación genética específica, aún no se ha determinado cómo la estructura cromosómica de orden superior y su dinámica influye en la expresión génica globalmente a nivel molecular. [139]
Superenrollamiento de ADN y expresión génica
Existe una interconexión bidireccional entre el superenrollamiento del ADN y la transcripción de genes. [139] El superenrollamiento negativo de la región promotora puede estimular la transcripción facilitando la fusión del promotor y aumentando la afinidad de unión al ADN de un regulador proteico. Los estallidos estocásticos de transcripción parecen ser una característica general de los genes altamente expresados, y los niveles de superenrollamiento de la plantilla de ADN contribuyen al estallido transcripcional. [140] Según el modelo de dominio de superenrollamiento gemelo, la transcripción de un gen puede influir en la transcripción de otros genes cercanos a través de un relé de superenrollamiento. Un ejemplo de ello es la activación del promotor leu-500 . [139] El superenrollamiento no solo media en cambios específicos de genes, sino que también media en cambios a gran escala en la expresión de genes. La organización topológica del nucleoide podría permitir la expresión independiente de genes sensibles al superenrollamiento en diferentes dominios topológicos. Un mapa a escala del genoma de superenrollamiento desenfrenado mostró que las regiones genómicas tienen diferentes densidades de superenrollamiento en estado estacionario, lo que indica que el nivel de superenrollamiento difiere en los dominios topológicos individuales. [133] Como resultado, un cambio en el superenrollamiento puede resultar en la expresión de genes específicos de dominio, dependiendo del nivel de superenrollamiento en cada dominio. [133]
El efecto del superenrollamiento sobre la expresión génica puede estar mediado por NAP que influyen directa o indirectamente en el superenrollamiento. El efecto de HU sobre la expresión génica parece implicar un cambio en el superenrollamiento y quizás una organización del ADN de orden superior. Una correlación positiva entre la unión de la ADN girasa y la regulación positiva de los genes causada por la ausencia de HU sugiere que los cambios en el superenrollamiento son responsables de la expresión diferencial. También se descubrió que HU es responsable de un efecto posicional sobre la expresión génica al aislar las unidades transcripcionales al restringir el superenrollamiento inducido por la transcripción. [141] Las mutaciones puntuales en HUa cambiaron drásticamente el perfil de expresión genética de E. coli, alterando su morfología , fisiología y metabolismo . Como resultado, la cepa mutante fue más invasiva de células de mamíferos. [134] [142] Este efecto dramático fue concomitante con la compactación de nucleoides y el aumento de superenrollamiento positivo. [45] [143] La proteína mutante era un octámero, en contraste con el dímero de tipo salvaje. Envuelve el ADN en su superficie de manera diestra, restringiendo los superenrollamientos positivos en lugar de HU de tipo salvaje. [143] Estos estudios muestran que las sustituciones de aminoácidos en HU pueden tener un efecto dramático en la estructura de los nucleoides, que a su vez resulta en cambios fenotípicos significativos. [143]
Dado que MukB y HU han surgido como actores críticos en las interacciones de ADN de largo alcance, valdrá la pena comparar el efecto de cada una de estas dos proteínas en la expresión génica global. [144] Aunque HU parece controlar la expresión génica mediante la modulación de la densidad de superenrollamiento, el mecanismo molecular exacto sigue siendo desconocido y el impacto de MukB en la expresión génica aún no se ha analizado. [145] [146]
Organización espacial
Dominios de interacción cromosómica
En los últimos años, la llegada de un método molecular llamado captura de conformación cromosómica (3C) ha permitido estudiar una organización espacial de alta resolución de los cromosomas tanto en bacterias como en eucariotas. [147] 3C y su versión que se acopla con secuenciación profunda (Hi-C) [148] determinan la proximidad física, si la hay, entre dos loci genómicos cualesquiera en el espacio 3D. Un mapa de contacto de alta resolución de cromosomas bacterianos, incluido el cromosoma de E. coli, ha revelado que un cromosoma bacteriano está segmentado en muchas regiones altamente autointeractivas llamadas dominios de interacción cromosómica (CID). [126] [149] [150] Los CID son equivalentes a los dominios de asociación topológica (TAD) observados en muchos cromosomas eucariotas, [151] lo que sugiere que la formación de CID es un fenómeno general de la organización del genoma. Dos características definen los CID o TAD. Primero, las regiones genómicas de un CID interactúan físicamente entre sí con más frecuencia que con las regiones genómicas fuera de ese CID o con las de un CID vecino. En segundo lugar, la presencia de un límite entre los CID que evita las interacciones físicas entre las regiones genómicas de dos CID vecinos. [126]
Se descubrió que el cromosoma de E. coli consta de 31 CID en la fase de crecimiento. El tamaño de los CID osciló entre 40 y ~ 300 kb. Parece que una barrera de difusión de superenrollamiento responsable de segregar los lazos de ADN plectonémicos en dominios topológicos funciona como un límite de CID en E. coli y muchas otras bacterias. En otras palabras, la presencia de una barrera de difusión de superenrollamiento define la formación de CID. Los hallazgos del sondeo Hi-C de los cromosomas en E. coli , Caulobacter crescentus y Bacillus subtilis convergen en un modelo que forman los CID porque el bucle pllectonémico junto con las actividades de organización del ADN de los NAP promueve interacciones físicas entre los loci genómicos, y un límite de CID consiste en una región libre de plectonema (PFR) que previene estas interacciones. Un PFR se crea debido a una alta actividad de transcripción porque el desenrollamiento helicoidal del ADN mediante la transcripción activa de RNAP restringe las superenrollamientos pllectonémicos. Como resultado, la disipación de los superenrollamientos también se bloquea, creando una barrera de difusión del superenrollamiento. La evidencia indirecta de este modelo proviene de una observación de que los CID de los cromosomas bacterianos, incluido el cromosoma de E. coli, muestran genes altamente transcritos en sus límites, lo que indica un papel de la transcripción en la formación de un límite de CID. [126] [149] La evidencia más directa provino de un hallazgo de que la ubicación de un gen altamente transcrito en una posición donde no estaba presente ningún límite creó un nuevo límite CID en el cromosoma C. crescentus . [149] Sin embargo, no todos los límites CID se correlacionaron con genes altamente transcritos en el cromosoma de E. coli, lo que sugiere que otros factores desconocidos también son responsables de la formación de límites CID y barreras de difusión superenrollamiento. [149]
Macrodominios
Los bucles de ADN plelectonémicos organizados como dominios topológicos o CID parecen fusionarse aún más para formar grandes dominios espacialmente distintos llamados macrodominios (MD). En E. coli, los MD se identificaron inicialmente como grandes segmentos del genoma cuyos marcadores de ADN se localizaron juntos (co-localizados) en estudios de hibridación in situ de fluorescencia (FISH). [152] [153] Una gran región genómica (~ 1-Mb) que cubre el locus oriC (origen de la replicación cromosómica) se co-localizó y se denominó macrodominio Ori. Asimismo, una gran región genómica (~ 1-Mb) que cubre la región terminal de replicación ( ter ) se co-localizó y se denominó macrodominio Ter. Los MD se identificaron más tarde en función de la frecuencia con la que los pares de sitios lambda att que se insertaron en varios lugares distantes del cromosoma se recombinaban entre sí. En este método basado en la recombinación, una MD se definió como una gran región genómica cuyos sitios de ADN pueden recombinarse principalmente entre sí, pero no con los que están fuera de esa MD. El método basado en la recombinación confirmó los MD de Ori y Ter que se identificaron en los estudios FISH e identificó dos MD adicionales. [12] [154]
Los dos MD adicionales se formaron mediante las regiones adicionales de ~ 1 Mb que flanquean el Ter y se denominaron Izquierda y Derecha. Estos cuatro MD (Ori, Ter, Izquierda y Derecha) componían la mayor parte del genoma, excepto dos regiones genómicas que flanqueaban al Ori. Estas dos regiones (NS-L y NS-R) eran más flexibles y no estructuradas en comparación con una MD, ya que los sitios de ADN en ellas se recombinaron con los sitios de ADN ubicados en MD en ambos lados. La posición genética de oriC parece dictar la formación de MD, porque el reposicionamiento de oriC por manipulación genética da como resultado la reorganización de los MD. Por ejemplo, las regiones genómicas más cercanas al oriC siempre se comportan como un SN independientemente de la secuencia de ADN y las regiones más alejadas siempre se comportan como MD. [155]
La técnica Hi-C confirmó además una organización espacial jerárquica de los CID en forma de macrodominios. [126] En otras palabras, los CID de un macrodominio interactuaron físicamente entre sí con más frecuencia que con los CID de un macrodominio vecino o con loci genómicos fuera de ese macrodominio. Los datos de Hi-C mostraron que el cromosoma de E. coli se dividía en dos dominios distintos. La región que rodea a ter formó un dominio aislado que se superpuso con el Ter MD previamente identificado. Los contactos ADN-ADN en este dominio ocurrieron solo en el rango de hasta ~ 280 kb. El resto del cromosoma formó un solo dominio cuyos loci genómicos exhibieron contactos en el rango de> 280 kb. [126] Si bien la mayoría de los contactos en este dominio estaban restringidos a una distancia máxima de ~ 500 kb, había dos regiones sueltas cuyos loci genómicos formaban contactos a distancias aún mayores (hasta ~ 1 Mb). Estas regiones sueltas correspondían a las regiones flexibles y menos estructuradas (NS) previamente identificadas. Los límites del dominio aislado que abarca ter y las dos regiones sueltas identificadas por el método Hi-C segmentaron el cromosoma completo en seis regiones que se corresponden con las cuatro MD y dos regiones NS definidas por ensayos basados en recombinación. [126]
Proteínas que impulsan la formación de macrodominios
MatP
Una búsqueda de la (s) proteína (s) responsables de la formación del macrodominio condujo a la identificación de la proteína Ter del macrodominio (MatP). MatP se une casi exclusivamente a Ter MD al reconocer un motivo de 13 pb llamado secuencia de macrodominio ter ( matS ). [32] Hay 23 sitios matS presentes en el dominio Ter, en promedio hay un sitio cada 35 kb. Más evidencia de la unión de MatP en el dominio Ter proviene de imágenes de fluorescencia de MatP. Se observaron focos de MatP discretos que se co-localizaban con marcadores de ADN de dominio Ter. [32] Un fuerte enriquecimiento de la señal ChIP-Seq en Ter MD también corrobora la unión preferencial de MatP a este dominio. [32]
MatP condensa el ADN en el dominio Ter porque la falta de MatP aumentó la distancia entre dos marcadores de ADN fluorescentes ubicados a 100 kb de distancia en el dominio Ter. Además, MatP juega un papel fundamental en el aislamiento del dominio Ter del resto del cromosoma. [126] Promueve los contactos ADN-ADN dentro del dominio Ter pero previene los contactos entre los loci de ADN del dominio Ter y los de las regiones flanqueantes. ¿Cómo condensa MatP el ADN y promueve los contactos ADN-ADN? Los resultados experimentales son contradictorios. MatP puede formar un bucle de ADN entre dos sitios matS in vitro y su actividad de bucle de ADN depende de la tetramerización de MatP. La tetramerización se produce mediante interacciones en espiral entre dos moléculas de MatP unidas al ADN. [157] Un modelo obvio basado en resultados in vitro es que MatP promueve los contactos ADN-ADN in vivo al unir los sitios matS . Sin embargo, aunque MatP conectó sitios distantes en estudios de Hi-C, no conectó específicamente los sitios matS . Además, un mutante MatP que no pudo formar tetrámeros se comportó como de tipo salvaje. Estos resultados argumentan en contra del modelo de puente matS para la organización Ter, dejando el mecanismo de acción de MatP elusivo. Una posibilidad es que MatP se propague a segmentos de ADN cercanos desde su sitio de unión primario matS y puentee sitios distantes a través de un mecanismo que no depende de la tetramerización. [157]
MukBEF
MukB pertenece a una familia de ATPasas llamada mantenimiento estructural de proteínas cromosómicas (SMC), que participan en la organización cromosómica de orden superior en eucariotas. [146] Dos monómeros de MukB se asocian a través de una interacción continua en espiral antiparalela formando una varilla rígida de 100 nm de largo. Se produce una región de bisagra flexible en el medio de la varilla. [163] [164] Debido a la flexibilidad de la región de bisagra, MukB adopta una forma de V característica de la familia SMC. Las subunidades que no son SMC que se asocian con MukB son MukE y MukF. La asociación cierra la formación de V, lo que resulta en grandes estructuras en forma de anillo. MukE y MukF se codifican junto con MukB en el mismo operón en E. coli . [165] La eliminación de cualquiera de las subunidades da como resultado el mismo fenotipo, lo que sugiere que el complejo MukBEF es la unidad funcional in vivo . [161] Las actividades de unión al ADN del complejo residen en la subunidad MukB, mientras que MukE y MukF modulan la actividad de MukB. [165]
El complejo MukBEF, junto con Topo IV, es necesario para la decantación y reposicionamiento de oriC s recién replicados . [166] [167] [168] [169] [156] La función de MukBEF no está restringida durante la replicación del ADN. Organiza y condensa el ADN incluso en células que no se replican. [131] El reciente mapa de conformación cromosómica de alta resolución de la cepa de E. coli empobrecida en MukB revela que MukB participa en la formación de interacciones ADN-ADN en todo el cromosoma, excepto en el dominio Ter. [126] ¿Cómo se evita que MukB actúe en el dominio Ter? MatP interactúa físicamente con MukB, evitando así que MukB se localice en el dominio Ter. [156] Esto es evidente en la unión de ADN de MatP y MukB en el dominio Ter. La unión al ADN de MatP se enriquece en el dominio Ter, mientras que la unión al ADN de MukB se reduce en comparación con el resto del genoma. Además, en una cepa que ya carece de MatP, la ausencia de MukB provoca una reducción de los contactos de ADN en todo el cromosoma, incluido el dominio Ter. [126] Este resultado concuerda con la opinión de que MatP desplaza a MukB del dominio Ter. [126]
¿Cómo funciona el complejo MukBEF para organizar el cromosoma de E. coli ? Según la opinión actual, los complejos SMC organizan los cromosomas mediante la extrusión de bucles de ADN. [170] Los complejos de SMC se traslocan a lo largo del ADN para extruir los bucles en forma cis (en la misma molécula de ADN), en donde el tamaño de los bucles depende de la procesividad del complejo. Los complejos de SMC de diferentes organismos difieren en el mecanismo de extrusión del bucle. [170] La microscopía de fluorescencia de una sola molécula de MukBEF en E. coli sugiere que la unidad funcional mínima in vivo es un dímero de dímeros. [161] Esta unidad se forma mediante la unión de dos complejos MukBEF unidos a ATP a través de la dimerización mediada por MukF. MukBEF se localiza en la célula como 1-3 grupos que se alargan paralelos al eje largo de la célula. Cada grupo contiene un promedio de ~ 8-10 dímeros de dímeros. Según el modelo actual, el MukBEF extruye bucles de ADN en forma de "escalada en roca". [161] [171] Un dímero de los dímeros libera un segmento de ADN y captura un nuevo segmento de ADN sin disociarse del cromosoma. Además del bucle de ADN, un vínculo entre el superenrollamiento negativo y la función de MukBEF in vivo junto con la capacidad de la subunidad MukB para restringir los superenrollamientos negativos in vitro sugiere que MukBEF organiza el ADN generando superenrollamientos. [172] [173] [174]
Papel de los NAP y los naRNA
Además de contribuir a la compactación de los cromosomas al doblar, unir y hacer bucles de ADN a una escala más pequeña (~ 1 kb), los NAP participan en la condensación y organización del ADN al promover contactos ADN-ADN de largo alcance. Dos NAP, Fis y HU, surgieron como actores clave en la promoción de contactos ADN-ADN de largo alcance que ocurren en todo el cromosoma. [126] Queda por estudiar cómo las actividades de organización del ADN de Fis y HU que se entienden bien a una escala más pequeña (~ 1-kb) dan como resultado la formación de interacciones ADN-ADN de largo alcance. No obstante, algunas de las interacciones de ADN mediadas por HU requieren la presencia de naRNA4. [86] naRNA4 también participa en la creación de contactos de ADN de largo alcance. HU cataliza algunos de los contactos, no todos, lo que sugiere que el ARN participa con otros NAP en la formación de contactos de ADN. HU también parece actuar junto con MukB para promover interacciones ADN-ADN de largo alcance. Este punto de vista se basa en observaciones de que la ausencia de HU o MukB provocó una reducción de los mismos contactos ADN-ADN. No está claro cómo MukB y HU potencialmente actúan juntos para promover las interacciones ADN-ADN. Es posible que las dos proteínas interactúen físicamente. Alternativamente, mientras MukBEF extruye grandes bucles de ADN, HU condensa y organiza esos bucles. [170] [48]
Hay informes de que los genes de E. coli relacionados funcionalmente están físicamente juntos en el espacio tridimensional dentro del cromosoma, aunque están muy separados por la distancia genética. La proximidad espacial de genes relacionados funcionalmente no solo hace que las funciones biológicas sean más compartimentadas y eficientes, sino que también contribuiría al plegamiento y organización espacial del nucleoide. Un estudio reciente que utilizó marcadores fluorescentes para la detección de loci de ADN específicos examinó las distancias físicas por pares entre los siete operones de ARNr que están genéticamente separados entre sí (hasta en dos millones de pb). Informó que todos los operones, excepto rrn C, estaban en proximidad física. [175] [176] Sorprendentemente, los estudios de 3C-seq no revelaron la agrupación física de los operones rrn , lo que contradice los resultados del estudio basado en fluorescencia. [126] Por lo tanto, se requiere una mayor investigación para resolver estas observaciones contradictorias. En otro ejemplo, GalR, forma una red de interacción de sitios de unión de GalR que se encuentran dispersos por el cromosoma. [177] GalR es un regulador transcripcional del regulón de galactosa compuesto por genes que codifican enzimas para el transporte y metabolismo del azúcar D-galactosa. [178] GalR existe en sólo uno o dos focos en las células [177] y puede autoensamblarse en grandes estructuras ordenadas. [179] Por lo tanto, parece que GalR unido al ADN se multimeriza para formar interacciones de larga distancia. [177] [179]
Forma y estructura global
La microscopía electrónica de transmisión (TEM) convencional de células de E. coli fijadas químicamente mostraba el nucleoide como un orgánulo de forma irregular . Sin embargo, las imágenes de fluorescencia de campo amplio de nucleoides vivos en 3D revelaron una forma elipsoide discreta. [3] [14] [15] La superposición de una imagen de contraste de fase de la célula y la imagen fluorescente del nucleoide mostró una yuxtaposición cercana solo en la dimensión radial a lo largo de toda su longitud del nucleoide a la periferia celular. Este hallazgo indica confinamiento radial del nucleoide. [13] Un examen detallado de la imagen de fluorescencia 3D después de un corte transversal perpendicular a su eje largo reveló además dos características globales del nucleoide: curvatura y regiones longitudinales de alta densidad. El examen de la quiralidad de la línea central del nucleoide conectando el centro de intensidad de cada sección transversal mostró que la forma general del nucleoide es curva. [15] La distribución de la intensidad de la fluorescencia en las secciones transversales reveló una subestructura de densidad, que consta de regiones o haces curvos de alta densidad en el núcleo central y regiones de baja densidad en la periferia. [13] [14] Una implicación del confinamiento radial es que determina la forma curva del nucleoide. Según un modelo, el nucleoide se ve obligado a doblarse porque está confinado en una célula cilíndrica de E. coli cuyo radio es menor que su longitud flexible (longitud de persistencia). [13] Este modelo fue apoyado por observaciones de que la eliminación de la pared celular o la inhibición de la síntesis de la pared celular aumentaba el radio de la célula y resultaba en un aumento concomitante del radio helicoidal y una disminución del paso helicoidal en el nucleoide. [13]
Conexiones de la membrana nucleoide
Una fuerza de expansión debida a las conexiones entre el ADN y la membrana parece funcionar en oposición a las fuerzas de condensación para mantener un nivel de condensación óptimo del nucleoide. Los estudios de fraccionamiento celular y microscopía electrónica primero indicaron la posibilidad de conexiones entre el ADN y la membrana. [180] [181] En la actualidad, existen varios ejemplos conocidos de conexiones entre el ADN y la membrana. La transcripción es un mecanismo de transcripción, traducción e inserción simultáneas de proteínas de membrana nacientes que forman contactos transitorios entre el ADN y la membrana. [182] Se ha demostrado que la inserción de dos proteínas de membrana, LacY y TetA, provoca el reposicionamiento de los loci cromosómicos hacia la membrana. [183] Otro mecanismo de las conexiones nucleoide-membrana es a través de un contacto directo entre los reguladores de la transcripción anclados a la membrana y sus sitios objetivo en el cromosoma. Un ejemplo de este tipo de regulador de la transcripción en E. coli es CadC. CadC contiene un dominio sensorial periplásmico y un dominio de unión al ADN citoplásmico. La detección de un entorno ácido por su dominio sensorial periplásmico estimula la actividad de unión al ADN de CadC, que luego activa la transcripción de sus genes diana. [184] Aún no se ha demostrado la localización en la membrana de los genes regulados por un regulador de la transcripción anclado a la membrana. No obstante, se espera que la activación de genes diana en el cromosoma por estos reguladores resulte en un contacto nucleoide-membrana, aunque sería un contacto dinámico. Además de estos ejemplos, el cromosoma también está anclado específicamente a la membrana celular a través de la interacción proteína-proteína entre proteínas unidas al ADN, por ejemplo, SlmA y MatP, y el divisoma . [185] [186] Dado que los genes que codifican la membrana-proteína se distribuyen por todo el genoma, los contactos dinámicos entre el ADN y la membrana a través de la transertión pueden actuar como una fuerza de expansión nucleoide. Esta fuerza de expansión funcionaría en oposición a las fuerzas de condensación para mantener un nivel de condensación óptimo. La formación de nucleoides altamente condensados tras la exposición de las células de E. coli al cloranfenicol, que bloquea la traducción, proporciona apoyo para la fuerza de expansión de los contactos transitorios entre el ADN y la membrana formados por transertión. [187] [188] La forma redonda de los nucleoides excesivamente condensados después del tratamiento con cloranfenicol también sugiere un papel para los contactos de membrana de ADN mediados por transertión en la definición de la forma elipsoide del nucleoide. [188]
Visualización
El nucleoide se puede visualizar claramente en una micrografía electrónica con un aumento muy alto , donde, aunque su apariencia puede diferir, es claramente visible contra el citosol . [189] A veces, incluso son visibles hebras de lo que se cree que es ADN . Al teñir con la tinción de Feulgen , que tiñe específicamente el ADN, el nucleoide también se puede ver con un microscopio óptico . [190] Las tinciones de intercalación de ADN DAPI y bromuro de etidio se utilizan ampliamente para microscopía de fluorescencia de nucleoides. Tiene una forma irregular y se encuentra en células procariotas. [13] [14]
Daño y reparación del ADN
Se observan cambios en la estructura del nucleoide de bacterias y arqueas después de la exposición a condiciones que dañan el ADN. Los nucleoides de las bacterias Bacillus subtilis y Escherichia coli se vuelven significativamente más compactos después de la irradiación UV. [191] [192] La formación de la estructura compacta en E. coli requiere la activación de RecA a través de interacciones específicas RecA-ADN. [193] La proteína RecA juega un papel clave en la reparación recombinacional homóloga del daño del ADN.
Similar a B. subtilis y E. coli anteriores, las exposiciones del arqueón Haloferax volcanii a tensiones que dañan el ADN provocan la compactación y reorganización del nucleoide. [194] La compactación depende del complejo proteico Mre11-Rad50 que cataliza un paso temprano en la reparación recombinacional homóloga de roturas de doble hebra en el ADN. Se ha propuesto que la compactación de nucleoides es parte de una respuesta al daño del ADN que acelera la recuperación celular al ayudar a reparar las proteínas del ADN a localizar objetivos y al facilitar la búsqueda de secuencias de ADN intactas durante la recombinación homóloga. [194]
Ver también
- Plásmido
- Recombinación homóloga
- Reparación de ADN
Referencias
Este artículo fue adaptado de la siguiente fuente bajo una licencia CC BY 4.0 ( 2019 ) ( informes de los revisores ): Subhash Verma; Zhong Qian; Sankar L Adhya (diciembre de 2019). "Arquitectura del nucleoide de Escherichia coli" . PLOS Genetics . 15 (12): e1008456. doi : 10.1371 / JOURNAL.PGEN.1008456 . ISSN 1553-7390 . PMC 6907758 . PMID 31830036 . Wikidata Q84825966 .
- ^ Thanbichler M, Wang SC, Shapiro L (octubre de 2005). "El nucleoide bacteriano: una estructura altamente organizada y dinámica" . Revista de bioquímica celular . 96 (3): 506–21. doi : 10.1002 / jcb.20519 . PMID 15988757 .
- ^ a b c Dame RT, Tark-Dame M (junio de 2016). "Cromatina bacteriana: puntos de vista convergentes a diferentes escalas". Opinión actual en biología celular . 40 : 60–65. doi : 10.1016 / j.ceb.2016.02.015 . PMID 26942688 .
- ^ a b c Kleckner N, Fisher JK, Stouf M, White MA, Bates D, Witz G (diciembre de 2014). "El nucleoide bacteriano: naturaleza, dinámica y segregación de hermanas" . Opinión actual en microbiología . 22 : 127–37. doi : 10.1016 / j.mib.2014.10.001 . PMC 4359759 . PMID 25460806 .
- ^ a b Bloomfield VA (1997). "Condensación de ADN por cationes multivalentes". Biopolímeros . 44 (3): 269–82. doi : 10.1002 / (SICI) 1097-0282 (1997) 44: 3 <269 :: AID-BIP6> 3.0.CO; 2-T . PMID 9591479 .
- ^ a b c d Trun NJ, Marko JF (1998). "Arquitectura de un cromosoma bacteriano" (PDF) . Noticias de la Sociedad Americana de Microbiología . 64 (5): 276–283.
- ^ Surovtsev, Ivan V .; Jacobs-Wagner, Christine (marzo de 2018). "Organización subcelular: una característica crítica de la replicación de células bacterianas" . Celular . 172 (6): 1271-1293. doi : 10.1016 / j.cell.2018.01.014 . PMC 5870143 . PMID 29522747 .
- ^ a b Stonington OG, Pettijohn DE (enero de 1971). "El genoma plegado de Escherichia coli aislado en un complejo proteína-ADN-ARN" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 68 (1): 6–9. Código Bibliográfico : 1971PNAS ... 68 .... 6S . doi : 10.1073 / pnas.68.1.6 . PMC 391088 . PMID 4924971 .
- ^ Worcel A, Burgi E (noviembre de 1972). "Sobre la estructura del cromosoma plegado de Escherichia coli". Revista de Biología Molecular . 71 (2): 127–47. doi : 10.1016 / 0022-2836 (72) 90342-7 . PMID 4564477 .
- ^ a b c d e Kano Y, Goshima N, Wada M, Imamoto F (1989). "Participación del producto del gen hup en la transposición replicativa del fago Mu en Escherichia coli". Gene . 76 (2): 353–8. doi : 10.1016 / 0378-1119 (89) 90175-3 . PMID 2666261 .
- ^ a b c d e Ogura T, Niki H, Kano Y, Imamoto F, Hiraga S (enero de 1990). "Mantenimiento de plásmidos en mutantes HU e IHF de Escherichia coli". Genética molecular y general . 220 (2): 197-203. doi : 10.1007 / bf00260482 . PMID 2183003 . S2CID 10701528 .
- ^ a b c d e Hwang DS, Kornberg A (noviembre de 1992). "Apertura del origen de replicación de Escherichia coli por proteína DnaA con proteína HU o IHF" . La revista de química biológica . 267 (32): 23083–6. doi : 10.1016 / S0021-9258 (18) 50059-4 . PMID 1429655 .
- ^ a b Valens M, Penaud S, Rossignol M, Cornet F, Boccard F (octubre de 2004). "Organización del macrodominio del cromosoma de Escherichia coli" . El diario EMBO . 23 (21): 4330–41. doi : 10.1038 / sj.emboj.7600434 . PMC 524398 . PMID 15470498 .
- ^ a b c d e f g Fisher JK, Bourniquel A, Witz G, Weiner B, Prentiss M, Kleckner N (mayo de 2013). "Imágenes en cuatro dimensiones de la organización y dinámica de nucleoides de E. coli en células vivas" . Celular . 153 (4): 882–95. doi : 10.1016 / j.cell.2013.04.006 . PMC 3670778 . PMID 23623305 .
- ^ a b c d e Le Gall A, Cattoni DI, Guilhas B, Mathieu-Demazière C, Oudjedi L, Fiche JB, et al. (Julio de 2016). "Los complejos de partición bacteriana se segregan dentro del volumen del nucleoide" . Comunicaciones de la naturaleza . 7 : 12107. Bibcode : 2016NatCo ... 712107L . doi : 10.1038 / ncomms12107 . PMC 4935973 . PMID 27377966 .
- ^ a b c Hadizadeh Yazdi N, Guet CC, Johnson RC, Marko JF (diciembre de 2012). "Variación del plegamiento y dinámica del cromosoma de Escherichia coli con condiciones de crecimiento" . Microbiología molecular . 86 (6): 1318–33. doi : 10.1111 / mmi.12071 . PMC 3524407 . PMID 23078205 .
- ^ Olins AL, Olins DE (enero de 1974). "Unidades de cromatina esferoide (v cuerpos)". Ciencia . 183 (4122): 330–2. Código bibliográfico : 1974Sci ... 183..330O . doi : 10.1126 / science.183.4122.330 . PMID 4128918 . S2CID 83480762 .
- ^ a b Luger K, Mäder AW, Richmond RK, Sargent DF, Richmond TJ (septiembre de 1997). "Estructura cristalina de la partícula del núcleo del nucleosoma con una resolución de 2,8 A". Naturaleza . 389 (6648): 251–60. Código Bibliográfico : 1997Natur.389..251L . doi : 10.1038 / 38444 . PMID 9305837 . S2CID 4328827 .
- ^ a b Khorasanizadeh S (enero de 2004). "El nucleosoma: de la organización genómica a la regulación genómica". Celular . 116 (2): 259–72. doi : 10.1016 / s0092-8674 (04) 00044-3 . PMID 14744436 . S2CID 15504162 .
- ^ Talukder A, Ishihama A (septiembre de 2015). "Cambios dependientes de la fase de crecimiento en la estructura y composición proteica del nucleoide en Escherichia coli" . Science China Life Sciences . 58 (9): 902-11. doi : 10.1007 / s11427-015-4898-0 . PMID 26208826 .
- ^ a b c d e f Azam TA, Ishihama A (noviembre de 1999). "Doce especies de la proteína asociada a nucleoides de Escherichia coli. Especificidad de reconocimiento de secuencia y afinidad de unión al ADN" . La revista de química biológica . 274 (46): 33105-13. doi : 10.1074 / jbc.274.46.33105 . PMID 10551881 . S2CID 9807664 .
- ^ a b c d e f g Ali Azam T, Iwata A, Nishimura A, Ueda S, Ishihama A (octubre de 1999). "Variación dependiente de la fase de crecimiento en la composición proteica del nucleoide de Escherichia coli" . Revista de bacteriología . 181 (20): 6361–70. doi : 10.1128 / JB.181.20.6361-6370.1999 . PMC 103771 . PMID 10515926 .
- ^ a b Swinger KK, Lemberg KM, Zhang Y, Rice PA (julio de 2003). "Flexión de ADN flexible en estructuras de cocristales HU-ADN" . El diario EMBO . 22 (14): 3749–60. doi : 10.1093 / emboj / cdg351 . PMC 165621 . PMID 12853489 .
- ^ a b Guo F, Adhya S (marzo de 2007). "La estructura en espiral de Escherichia coli HUalphabeta proporciona la base para el superenrollamiento del ADN" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 104 (11): 4309-14. Código bibliográfico : 2007PNAS..104.4309G . doi : 10.1073 / pnas.0611686104 . PMC 1838598 . PMID 17360520 .
- ^ a b c Pinson V, Takahashi M, Rouviere-Yaniv J (abril de 1999). "Unión diferencial de Escherichia coli HU, formas homodiméricas y heterodiméricas a ADN lineal, con huecos y cruciforme". Revista de Biología Molecular . 287 (3): 485–97. doi : 10.1006 / jmbi.1999.2631 . PMID 10092454 .
- ^ Craig NL, Nash HA (diciembre de 1984). "El factor huésped de integración de E. coli se une a sitios específicos en el ADN". Celular . 39 (3 Pt 2): 707-16. doi : 10.1016 / 0092-8674 (84) 90478-1 . PMID 6096022 . S2CID 26758055 .
- ^ a b Ou HD, Phan S, Deerinck TJ, Thor A, Ellisman MH, O'Shea CC (julio de 2017). "ChromEMT: visualización de estructura de cromatina 3D y compactación en interfase y células mitóticas" . Ciencia . 357 (6349): eaag0025. doi : 10.1126 / science.aag0025 . PMC 5646685 . PMID 28751582 .
- ^ a b c Lang B, Blot N, Bouffartigues E, Buckle M, Geertz M, Gualerzi CO, et al. (Septiembre de 2007). "Los sitios de unión de ADN de alta afinidad para H-NS proporcionan una base molecular para el silenciamiento selectivo dentro de los genomas proteobacterianos" . Investigación de ácidos nucleicos . 35 (18): 6330–7. doi : 10.1093 / nar / gkm712 . PMC 2094087 . PMID 17881364 .
- ^ a b c Gulvady R, Gao Y, Kenney LJ, Yan J (noviembre de 2018). "Un análisis de molécula única de H-NS desacopla la afinidad de unión al ADN de la especificidad del ADN" . Investigación de ácidos nucleicos . 46 (19): 10216–10224. doi : 10.1093 / nar / gky826 . PMC 6212787 . PMID 30239908 .
- ^ a b c Shao Y, Feldman-Cohen LS, Osuna R (febrero de 2008). "Caracterización funcional de la secuencia de unión Fis-DNA de Escherichia coli" . Revista de Biología Molecular . 376 (3): 771–85. doi : 10.1016 / j.jmb.2007.11.101 . PMC 2292415 . PMID 18178221 .
- ^ a b c d Stella S, Cascio D, Johnson RC (abril de 2010). "La forma del surco menor del ADN dirige la unión de la proteína de flexión del ADN Fis" . Genes y desarrollo . 24 (8): 814-26. doi : 10.1101 / gad.1900610 . PMC 2854395 . PMID 20395367 .
- ^ Narayan K, Subramaniam S (noviembre de 2015). "Haces de iones enfocados en biología" . Métodos de la naturaleza . 12 (11): 1021–31. doi : 10.1038 / nmeth.3623 . PMC 6993138 . PMID 26513553 .
- ^ a b c d Mercier R, Petit MA, Schbath S , Robin S, El Karoui M, Boccard F, Espéli O (octubre de 2008). "El sistema específico del sitio MatP / matS organiza la región terminal del cromosoma de E. coli en un macrodominio" (PDF) . Celular . 135 (3): 475–85. doi : 10.1016 / j.cell.2008.08.031 . PMID 18984159 . S2CID 3.582.710 .
- ^ Rouvière-Yaniv J, Gros F (septiembre de 1975). "Caracterización de una nueva proteína de unión a ADN de bajo peso molecular de Escherichia coli" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 72 (9): 3428–32. Código Bibliográfico : 1975PNAS ... 72.3428R . doi : 10.1073 / pnas.72.9.3428 . PMC 433007 . PMID 1103148 .
- ^ Suryanarayana T, Subramanian AR (septiembre de 1978). "Asociación específica de dos proteínas de unión a ADN homólogas a las subunidades ribosomales nativas 30-S de Escherichia coli". Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Síntesis de proteínas y ácidos nucleicos . 520 (2): 342–57. doi : 10.1016 / 0005-2787 (78) 90232-0 . PMID 213117 .
- ^ Mende L, Timm B, Subramanian R (diciembre de 1978). "Estructuras primarias de dos proteínas de unión a ADN asociadas a ribosomas homólogas de Escherichia coli" . Cartas FEBS . 96 (2): 395–8. doi : 10.1016 / 0014-5793 (78) 80446-3 . PMID 215461 . S2CID 39245157 .
- ^ Megraw TL, Chae CB (junio de 1993). "Complementariedad funcional entre la histona mitocondrial de levadura similar a HMG1 HM y la proteína bacteriana similar a histona HU" . La revista de química biológica . 268 (17): 12758–63. doi : 10.1016 / S0021-9258 (18) 31453-4 . PMID 8509411 .
- ^ Paull TT, Johnson RC (abril de 1995). "Bucle de ADN por proteínas del grupo de alta movilidad de Saccharomyces cerevisiae NHP6A / B. Consecuencias para el ensamblaje del complejo de nucleoproteínas y la condensación de la cromatina" . La revista de química biológica . 270 (15): 8744–54. doi : 10.1074 / jbc.270.15.8744 . PMID 7721780 .
- ^ Kamashev D, Rouviere-Yaniv J (diciembre de 2000). "La proteína HU similar a la histona se une específicamente a los intermedios de reparación y recombinación del ADN" . El diario EMBO . 19 (23): 6527–35. doi : 10.1093 / emboj / 19.23.6527 . PMC 305869 . PMID 11101525 .
- ^ Shindo H, Furubayashi A, Shimizu M, Miyake M, Imamoto F (abril de 1992). "Unión preferencial de la proteína HU alfa similar a la histona de E. coli al ADN superenrollado negativamente" . Investigación de ácidos nucleicos . 20 (7): 1553–8. doi : 10.1093 / nar / 20.7.1553 . PMC 312237 . PMID 1579448 .
- ^ Pontiggia A, Negri A, Beltrame M, Bianchi ME (febrero de 1993). "La proteína HU se une específicamente al ADN retorcido". Microbiología molecular . 7 (3): 343–50. doi : 10.1111 / j.1365-2958.1993.tb01126.x . PMID 8459763 . S2CID 39362449 .
- ^ Bonnefoy E, Takahashi M, Yaniv JR (septiembre de 1994). "Parámetros de unión al ADN de la proteína HU de Escherichia coli al ADN cruciforme". Revista de Biología Molecular . 242 (2): 116–29. doi : 10.1006 / jmbi.1994.1563 . PMID 8089835 .
- ^ Castaing B, Zelwer C, Laval J, Boiteux S (abril de 1995). "La proteína HU de Escherichia coli se une específicamente al ADN que contiene roturas o huecos de una sola hebra" . La revista de química biológica . 270 (17): 10291–6. doi : 10.1074 / jbc.270.17.10291 . PMID 7730334 .
- ^ Lyubchenko YL, Shlyakhtenko LS, Aki T, Adhya S (febrero de 1997). "Demostración microscópica de fuerza atómica de bucle de ADN por GalR y HU" . Investigación de ácidos nucleicos . 25 (4): 873–6. doi : 10.1093 / nar / 25.4.873 . PMC 146491 . PMID 9016640 .
- ^ Swinger KK, Rice PA (enero de 2007). "Análisis basado en la estructura de la unión del ADN-HU" . Revista de Biología Molecular . 365 (4): 1005–16. doi : 10.1016 / j.jmb.2006.10.024 . PMC 1945228 . PMID 17097674 .
- ^ a b c d e f g Hammel M, Amlanjyoti D, Reyes FE, Chen JH, Parpana R, Tang HY, et al. (Julio de 2016). "El cambio de multimerización HU controla la compactación de nucleoides" . Avances científicos . 2 (7): e1600650. Código bibliográfico : 2016SciA .... 2E0650H . doi : 10.1126 / sciadv.1600650 . PMC 4966879 . PMID 27482541 .
- ^ a b c d e Prieto AI, Kahramanoglou C, Ali RM, Fraser GM, Seshasayee AS, Luscombe NM (abril de 2012). "Análisis genómico de la unión al ADN y la regulación de genes por proteínas homólogas asociadas a nucleoides IHF y HU en Escherichia coli K12" . Investigación de ácidos nucleicos . 40 (8): 3524–37. doi : 10.1093 / nar / gkr1236 . PMC 3333857 . PMID 22180530 .
- ^ a b c d e f Macvanin M, Edgar R, Cui F, Trostel A, Zhurkin V, Adhya S (noviembre de 2012). "ARN no codificantes que se unen a la proteína nucleoide HU en Escherichia coli" . Revista de bacteriología . 194 (22): 6046–55. doi : 10.1128 / JB.00961-12 . PMC 3486375 . PMID 22942248 .
- ^ a b c d e van Noort J, Verbrugge S, Goosen N, Dekker C, Dame RT (mayo de 2004). "Doble función arquitectónica de HU: formación de bisagras flexibles y filamentos rígidos" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 101 (18): 6969–74. Código Bibliográfico : 2004PNAS..101.6969V . doi : 10.1073 / pnas.0308230101 . PMC 406450 . PMID 15118104 .
- ^ Sarkar R, Rybenkov VV (6 de diciembre de 2016). "Una guía de pinzas magnéticas y sus aplicaciones" . Fronteras en física . 4 : 48. bibcode : 2016FrP ..... 4 ... 48S . doi : 10.3389 / fphy.2016.00048 . S2CID 44183628 .
- ^ a b c d Kahramanoglou C, Seshasayee AS, Prieto AI, Ibberson D, Schmidt S, Zimmermann J, et al. (Marzo de 2011). "Efectos directos e indirectos de H-NS y Fis sobre el control de la expresión génica global en Escherichia coli" . Investigación de ácidos nucleicos . 39 (6): 2073–91. doi : 10.1093 / nar / gkq934 . PMC 3064808 . PMID 21097887 .
- ^ a b Rice PA, Yang S, Mizuuchi K, Nash HA (diciembre de 1996). "Estructura cristalina de un complejo IHF-ADN: un giro en U de ADN inducido por proteínas". Celular . 87 (7): 1295–306. doi : 10.1016 / s0092-8674 (00) 81824-3 . PMID 8980235 . S2CID 9291279 .
- ^ Murtin C, Engelhorn M, Geiselmann J, Boccard F (diciembre de 1998). "Un análisis cuantitativo de huella de láser UV de la interacción de IHF con sitios de unión específicos: reevaluación de la concentración efectiva de IHF en la célula". Revista de Biología Molecular . 284 (4): 949–61. doi : 10.1006 / jmbi.1998.2256 . PMID 9837718 .
- ^ Ditto MD, Roberts D, Weisberg RA (junio de 1994). "Variación de la fase de crecimiento del nivel de factor de integración del huésped en Escherichia coli" . Revista de bacteriología . 176 (12): 3738–48. doi : 10.1128 / jb.176.12.3738-3748.1994 . PMC 205563 . PMID 8206852 .
- ^ a b c Lin J, Chen H, Dröge P, Yan J (2012). "Organización física del ADN por múltiples modos de unión al ADN no específicos del factor de integración del huésped (IHF)" . PLOS ONE . 7 (11): e49885. Código Bib : 2012PLoSO ... 749885L . doi : 10.1371 / journal.pone.0049885 . PMC 3498176 . PMID 23166787 .
- ^ Jacquet M, Cukier-Kahn R, Pla J, Gros F (diciembre de 1971). "Un factor proteico termoestable que actúa sobre la transcripción de ADN in vitro". Comunicaciones de investigación bioquímica y biofísica . 45 (6): 1597–607. doi : 10.1016 / 0006-291x (71) 90204-x . PMID 4942735 .
- ^ Cukier-Kahn R, Jacquet M, Gros F (diciembre de 1972). "Dos proteínas de bajo peso molecular resistentes al calor de Escherichia coli que estimulan la síntesis de ARN dirigida por ADN" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 69 (12): 3643–7. Código bibliográfico : 1972PNAS ... 69.3643C . doi : 10.1073 / pnas.69.12.3643 . PMC 389839 . PMID 4566454 .
- ^ Spassky A, Buc HC (noviembre de 1977). "Propiedades físico-químicas de una proteína de unión al ADN: factor H1 de Escherichia coli" . Revista europea de bioquímica . 81 (1): 79–90. doi : 10.1111 / j.1432-1033.1977.tb11929.x . PMID 338303 .
- ^ Varshavsky AJ, Nedospasov SA, Bakayev VV, Bakayeva TG, Georgiev GP (agosto de 1977). "Proteínas similares a histonas en la desoxirribonucleoproteína purificada de Escherichia coli" . Investigación de ácidos nucleicos . 4 (8): 2725–45. doi : 10.1093 / nar / 4.8.2725 . PMC 342604 . PMID 333393 .
- ^ Falconi M, Gualtieri MT, La Teana A, Losso MA, Pon CL (mayo de 1988). "Proteínas del nucleoide procariota: estructura primaria y cuaternaria de la proteína de unión al ADN de Escherichia coli de 15 kD H-NS". Microbiología molecular . 2 (3): 323–9. doi : 10.1111 / j.1365-2958.1988.tb00035.x . PMID 3135462 . S2CID 36215353 .
- ^ Ueguchi C, Suzuki T, Yoshida T, Tanaka K, Mizuno T (octubre de 1996). "Análisis mutacional sistemático que revela la organización del dominio funcional de la proteína nucleoide H-NS de Escherichia coli". Revista de Biología Molecular . 263 (2): 149–62. doi : 10.1006 / jmbi.1996.0566 . PMID 8913298 .
- ^ a b Rimsky S, Zuber F, Buckle M, Buc H (diciembre de 2001). "Un mecanismo molecular para la represión de la transcripción por la proteína H-NS". Microbiología molecular . 42 (5): 1311–23. doi : 10.1046 / j.1365-2958.2001.02706.x . PMID 11886561 . S2CID 32623528 .
- ^ Bouffartigues E, Buckle M, Badaut C, Travers A, Rimsky S (mayo de 2007). "La unión cooperativa de H-NS a sitios de alta afinidad en un elemento regulador da como resultado el silenciamiento transcripcional". Naturaleza Biología Molecular y Estructural . 14 (5): 441–8. doi : 10.1038 / nsmb1233 . PMID 17435766 . S2CID 43768346 .
- ^ Dame RT, Wyman C, Goosen N (septiembre de 2000). "Compactación mediada por H-NS de ADN visualizada por microscopía de fuerza atómica" . Investigación de ácidos nucleicos . 28 (18): 3504–10. doi : 10.1093 / nar / 28.18.3504 . PMC 110753 . PMID 10982869 .
- ^ Amit R, Oppenheim AB, Stavans J (abril de 2003). "Aumento de la rigidez de flexión de moléculas de ADN individuales por H-NS, un sensor de temperatura y osmolaridad" . Revista biofísica . 84 (4): 2467–73. Código Bibliográfico : 2003BpJ .... 84.2467A . doi : 10.1016 / S0006-3495 (03) 75051-6 . PMC 1302812 . PMID 12668454 .
- ^ Dame RT, Noom MC, Wuite GJ (noviembre de 2006). "Organización de la cromatina bacteriana por la proteína H-NS desenredada mediante manipulación dual de ADN". Naturaleza . 444 (7117): 387–90. Código Bibliográfico : 2006Natur.444..387D . doi : 10.1038 / nature05283 . PMID 17108966 . S2CID 4314858 .
- ^ a b c d e f Liu Y, Chen H, Kenney LJ, Yan J (febrero de 2010). "Un interruptor divalente impulsa las conformaciones de unión de H-NS / ADN entre los modos de refuerzo y puente" . Genes y desarrollo . 24 (4): 339–44. doi : 10.1101 / gad.1883510 . PMC 2816733 . PMID 20159954 .
- ^ van der Valk RA, Vreede J, Qin L, Moolenaar GF, Hofmann A, Goosen N, Dame RT (septiembre de 2017). "Mecanismo de cambios conformacionales impulsados por el medio ambiente que modulan la actividad de puentes de ADN H-NS" . eLife . 6 . doi : 10.7554 / eLife.27369 . PMC 5647153 . PMID 28949292 .
- ^ Yamada H, Muramatsu S, Mizuno T (septiembre de 1990). "Una proteína de Escherichia coli que se une preferentemente a ADN muy curvado". Revista de bioquímica . 108 (3): 420–5. doi : 10.1093 / oxfordjournals.jbchem.a123216 . PMID 2126011 .
- ^ Martin-Orozco N, Touret N, Zaharik ML, Park E, Kopelman R, Miller S, et al. (Enero de 2006). "Visualización de la transcripción inducida por acidificación vacuolar de genes de patógenos dentro de macrófagos" . Biología molecular de la célula . 17 (1): 498–510. doi : 10.1091 / mbc.e04-12-1096 . PMC 1345685 . PMID 16251362 .
- ^ Winardhi RS, Yan J, Kenney LJ (octubre de 2015). "H-NS regula la expresión génica y compacta el nucleoide: conocimientos de experimentos de una sola molécula" . Revista biofísica . 109 (7): 1321–9. Código Bibliográfico : 2015BpJ ... 109.1321W . doi : 10.1016 / j.bpj.2015.08.016 . PMC 4601063 . PMID 26445432 .
- ^ Walthers D, Li Y, Liu Y, Anand G, Yan J, Kenney LJ (enero de 2011). "El regulador de respuesta de Salmonella enterica SsrB alivia el silenciamiento de H-NS al desplazar el enlace de H-NS en el modo de polimerización y activa directamente la transcripción" . La revista de química biológica . 286 (3): 1895–902. doi : 10.1074 / jbc.M110.164962 . PMC 3023485 . PMID 21059643 .
- ^ Gao Y, Foo YH, Winardhi RS, Tang Q, Yan J, Kenney LJ (noviembre de 2017). "Los residuos cargados en el enlazador H-NS impulsan la unión del ADN y el silenciamiento de genes en células individuales" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 114 (47): 12560-12565. doi : 10.1073 / pnas.1716721114 . PMC 5703333 . PMID 29109287 .
- ^ Hancock SP, Stella S, Cascio D, Johnson RC (2016). "Determinantes de la secuencia de ADN que controlan la afinidad, la estabilidad y la forma de los complejos de ADN unidos por la proteína nucleoide Fis" . PLOS ONE . 11 (3): e0150189. Código Bibliográfico : 2016PLoSO..1150189H . doi : 10.1371 / journal.pone.0150189 . PMC 4784862 . PMID 26959646 .
- ^ Kostrewa D, Granzin J, Koch C, Choe HW, Raghunathan S, Wolf W, et al. (Enero de 1991). "Estructura tridimensional de la proteína de unión al ADN de E. coli FIS". Naturaleza . 349 (6305): 178–80. Código Bibliográfico : 1991Natur.349..178K . doi : 10.1038 / 349178a0 . PMID 1986310 . S2CID 4318862 .
- ^ Kostrewa D, Granzin J, Stock D, Choe HW, Labahn J, Saenger W (julio de 1992). "Estructura cristalina del factor de estimulación de inversión FIS a una resolución de 2.0 A". Revista de Biología Molecular . 226 (1): 209–26. doi : 10.1016 / 0022-2836 (92) 90134-6 . PMID 1619650 .
- ^ Cho BK, Knight EM, Barrett CL, Palsson BØ (junio de 2008). "El análisis de todo el genoma de la unión de Fis en Escherichia coli indica un papel causal de los tractos A / AT" . Investigación del genoma . 18 (6): 900–10. doi : 10.1101 / gr.070276.107 . PMC 2413157 . PMID 18340041 .
- ^ a b Travers A, Muskhelishvili G (junio de 1998). "Micro-bucles y microdominios de ADN: un mecanismo general para la activación de la transcripción por transmisión torsional". Revista de Biología Molecular . 279 (5): 1027–43. doi : 10.1006 / jmbi.1998.1834 . PMID 9642081 .
- ^ Skoko D, Yan J, Johnson RC, Marko JF (noviembre de 2005). "La condensación de ADN de baja fuerza y la descondensación discontinua de alta fuerza revelan una función estabilizadora de bucle de la proteína Fis" . Cartas de revisión física . 95 (20): 208101. Código Bibliográfico : 2005PhRvL..95t8101S . doi : 10.1103 / PhysRevLett.95.208101 . PMID 16384101 . S2CID 37405026 .
- ^ a b Skoko D, Yoo D, Bai H, Schnurr B, Yan J, McLeod SM, et al. (Diciembre de 2006). "Mecanismo de compactación cromosómica y bucle por la proteína nucleoide Fis de Escherichia coli" . Revista de Biología Molecular . 364 (4): 777–98. doi : 10.1016 / j.jmb.2006.09.043 . PMC 1988847 . PMID 17045294 .
- ^ Johnson RC, Simon MI (julio de 1985). "La recombinación específica de sitio mediada por Hin requiere dos sitios de recombinación de 26 pb y un potenciador recombinacional de 60 pb". Celular . 41 (3): 781–91. doi : 10.1016 / s0092-8674 (85) 80059-3 . PMID 2988787 . S2CID 34572809 .
- ^ a b Kahmann R, Rudt F, Koch C, Mertens G (julio de 1985). "La inversión G en el ADN del bacteriófago Mu es estimulada por un sitio dentro del gen invertasa y un factor huésped" . Celular . 41 (3): 771–80. doi : 10.1016 / S0092-8674 (85) 80058-1 . PMID 3159478 .
- ^ Pettijohn DE, Hecht R (1974). "Las moléculas de ARN unidas al genoma bacteriano plegado estabilizan los pliegues del ADN y segregan los dominios de superenrollamiento". Simposios de Cold Spring Harbor sobre biología cuantitativa . 38 : 31–41. doi : 10.1101 / sqb.1974.038.01.006 . PMID 4598638 .
- ^ a b c Ohniwa RL, Morikawa K, Takeshita SL, Kim J, Ohta T, Wada C, Takeyasu K (octubre de 2007). "Arquitectura nucleoide acoplada a la transcripción en bacterias" . Genes to Cells . 12 (10): 1141–52. doi : 10.1111 / j.1365-2443.2007.01125.x . PMID 17903174 .
- ^ a b c Balandina A, Kamashev D, Rouviere-Yaniv J (agosto de 2002). "La proteína HU de tipo histona bacteriana reconoce específicamente estructuras similares en todos los ácidos nucleicos. ADN, ARN y sus híbridos" . La revista de química biológica . 277 (31): 27622–8. doi : 10.1074 / jbc.M201978200 . PMID 12006568 .
- ^ Balandina A, Claret L, Hengge-Aronis R, Rouviere-Yaniv J (febrero de 2001). "La proteína HU de tipo histona de Escherichia coli regula la traducción de rpoS" . Microbiología molecular . 39 (4): 1069–79. doi : 10.1046 / j.1365-2958.2001.02305.x . PMID 11251825 .
- ^ a b Qian Z, Macvanin M, Dimitriadis EK, He X, Zhurkin V, Adhya S (agosto de 2015). "Un nuevo ARN no codificante organiza la organización del cromosoma bacteriano" . mBio . 6 (4): e00998-15. doi : 10.1128 / mBio.00998-15 . PMC 4550694 . PMID 26307168 .
- ^ Qian Z, Zhurkin VB, Adhya S (noviembre de 2017). "Escherichia coli" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 114 (46): 12225-12230. doi : 10.1073 / pnas.1711285114 . PMC 5699063 . PMID 29087325 .
- ^ Bauer WR, Crick FH, White JH (julio de 1980). "ADN superenrollado". Scientific American . 243 (1): 100-13. PMID 6256851 .
- ^ "Coeficiente de vinculación" . www.encyclopediaofmath.org . Enciclopedia de Matemáticas . Consultado el 22 de febrero de 2020 .
- ^ a b c Bates AD, Maxwell A (2005). Topología del ADN (2ª ed.). Oxford: Prensa de la Universidad de Oxford. ISBN 978-0-19-856709-7. OCLC 56793994 .
- ^ a b c Vologodskii, Aleksander Vadimovich. (1992). Topología y física del ADN circular . Prensa CRC. ISBN 0-8493-4228-7. OCLC 635611152 .
- ^ Sinden RR (2006). Estructura y función del ADN . Elsevier. ISBN 978-0-12-645750-6. OCLC 698461259 .
- ^ a b Sinden RR, Carlson JO, Pettijohn DE (octubre de 1980). "Tensión de torsión en la doble hélice del ADN medida con trimetilpsoraleno en células vivas de E. coli: medidas análogas en células de insectos y humanas". Celular . 21 (3): 773–83. doi : 10.1016 / 0092-8674 (80) 90440-7 . PMID 6254668 . S2CID 2503376 .
- ^ Griffith JD (febrero de 1976). "Visualización de ADN procariótico en una fibra similar a la cromatina condensada regularmente" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 73 (2): 563–7. Código Bibliográfico : 1976PNAS ... 73..563G . doi : 10.1073 / pnas.73.2.563 . PMC 335950 . PMID 1108025 .
- ^ a b c Postow L, Hardy CD, Arsuaga J, Cozzarelli NR (julio de 2004). "Estructura del dominio topológico del cromosoma de Escherichia coli" . Genes y desarrollo . 18 (14): 1766–79. doi : 10.1101 / gad.1207504 . PMC 478196 . PMID 15256503 .
- ^ a b Bliska JB, Cozzarelli NR (marzo de 1987). "Uso de la recombinación específica del sitio como sonda de la estructura y el metabolismo del ADN in vivo". Revista de Biología Molecular . 194 (2): 205–18. doi : 10.1016 / 0022-2836 (87) 90369-x . PMID 3039150 .
- ^ Holmes VF, Cozzarelli NR (febrero de 2000). "Cerrar el anillo: vínculos entre las proteínas SMC y la partición, condensación y superenrollamiento de los cromosomas" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 97 (4): 1322–4. Código Bibliográfico : 2000PNAS ... 97.1322H . doi : 10.1073 / pnas.040576797 . PMC 34294 . PMID 10677457 .
- ^ Champoux JJ (2001). "ADN topoisomerasas: estructura, función y mecanismo" . Revisión anual de bioquímica . 70 : 369–413. doi : 10.1146 / annurev.biochem.70.1.369 . PMID 11395412 . S2CID 18144189 .
- ^ Gellert M, Mizuuchi K, O'Dea MH, Nash HA (noviembre de 1976). "ADN girasa: una enzima que introduce superhélice se convierte en ADN" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 73 (11): 3872–6. Código Bibliográfico : 1976PNAS ... 73.3872G . doi : 10.1073 / pnas.73.11.3872 . PMC 431247 . PMID 186775 .
- ^ a b c Depew RE, Liu LF, Wang JC (enero de 1978). "Interacción entre el ADN y la proteína omega de Escherichia coli. Formación de un complejo entre el ADN monocatenario y la proteína omega" . La revista de química biológica . 253 (2): 511–8. doi : 10.1016 / S0021-9258 (17) 38239-X . PMID 338610 .
- ^ Kirkegaard K, Wang JC (octubre de 1978). "Escherichia coli ADN topoisomerasa I catalizó el enlace de anillos monocatenarios de secuencias de bases complementarias" . Investigación de ácidos nucleicos . 5 (10): 3811–20. doi : 10.1093 / nar / 5.10.3811 . PMC 342711 . PMID 214763 .
- ^ a b Raji A, Zabel DJ, Laufer CS, Depew RE (junio de 1985). "Análisis genético de mutaciones que compensan la pérdida de ADN topoisomerasa I de Escherichia coli" . Revista de bacteriología . 162 (3): 1173–9. doi : 10.1128 / JB.162.3.1173-1179.1985 . PMC 215900 . PMID 2987184 .
- ^ Dean F, Krasnow MA, Otter R, Matzuk MM, Spengler SJ, Cozzarelli NR (1983). "Topoisomerasas de Escherichia coli tipo 1: identificación, mecanismo y papel en la recombinación". Simposios de Cold Spring Harbor sobre biología cuantitativa . 47 (2): 769–77. doi : 10.1101 / sqb.1983.047.01.088 . PMID 6305585 .
- ^ Zechiedrich EL, Khodursky AB, Bachellier S, Schneider R, Chen D, Lilley DM, Cozzarelli NR (marzo de 2000). "Funciones de las topoisomerasas en el mantenimiento de superenrollamiento de ADN en estado estacionario en Escherichia coli" . La revista de química biológica . 275 (11): 8103–13. doi : 10.1074 / jbc.275.11.8103 . PMID 10713132 .
- ^ Kato J, Nishimura Y, Imamura R, Niki H, Hiraga S, Suzuki H (octubre de 1990). "Nueva topoisomerasa esencial para la segregación cromosómica en E. coli". Celular . 63 (2): 393–404. doi : 10.1016 / 0092-8674 (90) 90172-b . PMID 2170028 . S2CID 42122316 .
- ^ Liu LF, Wang JC (octubre de 1987). "Superenrollamiento de la plantilla de ADN durante la transcripción" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 84 (20): 7024–7. Código bibliográfico : 1987PNAS ... 84.7024L . doi : 10.1073 / pnas.84.20.7024 . PMC 299221 . PMID 2823250 .
- ^ a b Kouzine F, Liu J, Sanford S, Chung HJ, Levens D (noviembre de 2004). "La respuesta dinámica del ADN aguas arriba al estrés torsional generado por la transcripción" . Naturaleza Biología Molecular y Estructural . 11 (11): 1092–100. doi : 10.1038 / nsmb848 . PMID 15502847 . S2CID 28956216 .
- ^ Rouvière-Yaniv J, Yaniv M, Germond JE (junio de 1979). "La proteína de unión al ADN de E. coli HU forma una estructura similar a un nucleosoma con un ADN circular de doble hebra". Celular . 17 (2): 265–74. doi : 10.1016 / 0092-8674 (79) 90152-1 . PMID 222478 . S2CID 28092421 .
- ^ Broyles SS, Pettijohn DE (enero de 1986). "Interacción de la proteína HU de Escherichia coli con el ADN. Evidencia de la formación de estructuras similares a nucleosomas con paso helicoidal de ADN alterado". Revista de Biología Molecular . 187 (1): 47–60. doi : 10.1016 / 0022-2836 (86) 90405-5 . PMID 3514923 .
- ^ Kundukad B, Cong P, van der Maarel JR, Doyle PS (septiembre de 2013). "Rigidez de flexión dependiente del tiempo y torsión helicoidal del ADN por reordenamiento de la proteína HU unida" . Investigación de ácidos nucleicos . 41 (17): 8280–8. doi : 10.1093 / nar / gkt593 . PMC 3783175 . PMID 23828037 .
- ^ Tupper AE, Owen-Hughes TA, Ussery DW, Santos DS, Ferguson DJ, Sidebotham JM, et al. (Enero de 1994). "La proteína asociada a cromatina H-NS altera la topología del ADN in vitro" . El diario EMBO . 13 (1): 258–68. doi : 10.1002 / j.1460-2075.1994.tb06256.x . PMC 394800 . PMID 8306968 .
- ^ a b Schneider R, Lurz R, Lüder G, Tolksdorf C, Travers A, Muskhelishvili G (diciembre de 2001). "Un papel arquitectónico de la proteína FIS de la cromatina de Escherichia coli en la organización del ADN" . Investigación de ácidos nucleicos . 29 (24): 5107–14. doi : 10.1093 / nar / 29.24.5107 . PMC 97572 . PMID 11812843 .
- ^ Schneider R, Travers A, Kutateladze T, Muskhelishvili G (diciembre de 1999). "Una proteína arquitectónica de ADN acopla la fisiología celular y la topología del ADN en Escherichia coli" . Microbiología molecular . 34 (5): 953–64. doi : 10.1046 / j.1365-2958.1999.01656.x . PMID 10594821 .
- ^ a b Bensaid A, Almeida A, Drlica K, Rouviere-Yaniv J (febrero de 1996). "Interferencia entre topoisomerasa I y HU en Escherichia coli". Revista de Biología Molecular . 256 (2): 292–300. doi : 10.1006 / jmbi.1996.0086 . PMID 8594197 .
- ^ Malik M, Bensaid A, Rouviere-Yaniv J, Drlica K (febrero de 1996). "HU de proteína similar a histona y topología del ADN bacteriano: supresión de una deficiencia de HU por mutaciones de girasa". Revista de Biología Molecular . 256 (1): 66–76. doi : 10.1006 / jmbi.1996.0068 . PMID 8609614 .
- ^ a b Marians KJ (julio de 1987). "Decatención catalizada por ADN girasa de dímeros de ADN con enlaces múltiples" . La revista de química biológica . 262 (21): 10362–8. doi : 10.1016 / S0021-9258 (18) 61121-4 . PMID 3038875 .
- ^ a b c Sinden RR, Pettijohn DE (enero de 1981). "Los cromosomas en las células vivas de Escherichia coli se segregan en dominios de superenrollamiento" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 78 (1): 224–8. Código Bibliográfico : 1981PNAS ... 78..224S . doi : 10.1073 / pnas.78.1.224 . PMC 319024 . PMID 6165987 .
- ^ Higgins NP, Yang X, Fu Q, Roth JR (mayo de 1996). "Estudio de un dominio de superenrollamiento mediante el uso del sistema de resolución delta gamma en Salmonella typhimurium" . Revista de bacteriología . 178 (10): 2825–35. doi : 10.1128 / jb.178.10.2825-2835.1996 . PMC 178017 . PMID 8631670 .
- ^ Yan Y, Ding Y, Leng F, Dunlap D, Finzi L (mayo de 2018). "Los bucles mediados por proteínas en el ADN superenrollado crean grandes dominios topológicos" . Investigación de ácidos nucleicos . 46 (9): 4417–4424. doi : 10.1093 / nar / gky153 . PMC 5961096 . PMID 29538766 .
- ^ Leng F, Chen B, Dunlap DD (diciembre de 2011). "División de una molécula de ADN superenrollado en dos dominios topológicos independientes" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 108 (50): 19973–8. Código Bibliográfico : 2011PNAS..10819973L . doi : 10.1073 / pnas.1109854108 . PMC 3250177 . PMID 22123985 .
- ^ Moulin L, Rahmouni AR, Boccard F (enero de 2005). "Los aislantes topológicos inhiben la difusión de superenrollamientos positivos inducidos por transcripción en el cromosoma de Escherichia coli" . Microbiología molecular . 55 (2): 601–10. doi : 10.1111 / j.1365-2958.2004.04411.x . PMID 15659173 .
- ^ Dimri GP, Rudd KE, Morgan MK, Bayat H, Ames GF (julio de 1992). "Mapeo físico de secuencias palindrómicas extragénicas repetitivas en Escherichia coli y distribución filogenética entre cepas de Escherichia coli y otras bacterias entéricas" . Revista de bacteriología . 174 (14): 4583–93. doi : 10.1128 / jb.174.14.4583-4593.1992 . PMC 206253 . PMID 1624447 .
- ^ Deng S, Stein RA, Higgins NP (marzo de 2004). "Barreras inducidas por la transcripción a la difusión de superenrollamiento en el cromosoma de Salmonella typhimurium" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 101 (10): 3398–403. Código bibliográfico : 2004PNAS..101.3398D . doi : 10.1073 / pnas.0307550101 . PMC 373473 . PMID 14993611 .
- ^ Deng S, Stein RA, Higgins NP (septiembre de 2005). "Organización de dominios de superenrollamiento y su reorganización por transcripción" . Microbiología molecular . 57 (6): 1511–21. doi : 10.1111 / j.1365-2958.2005.04796.x . PMC 1382059 . PMID 16135220 .
- ^ Booker BM, Deng S, Higgins NP (diciembre de 2010). "Topología de ADN de operones altamente transcritos en Salmonella enterica serovar Typhimurium" . Microbiología molecular . 78 (6): 1348–64. doi : 10.1111 / j.1365-2958.2010.07394.x . PMID 21143310 .
- ^ a b c d e f g h yo j k l m n Lioy VS, Cournac A, Marbouty M, Duigou S, Mozziconacci J, Espéli O, et al. (Febrero de 2018). "Estructuración multiescala del cromosoma de E. coli por proteínas de condensación y asociadas a nucleoides" . Celular . 172 (4): 771–783.e18. doi : 10.1016 / j.cell.2017.12.027 . PMID 29358050 .
- ^ Almirón M, Link AJ, Furlong D, Kolter R (diciembre de 1992). "Una nueva proteína de unión al ADN con funciones reguladoras y protectoras en Escherichia coli hambrientas" . Genes y desarrollo . 6 (12B): 2646–54. doi : 10.1101 / gad.6.12b.2646 . PMID 1340475 . S2CID 10308477 .
- ^ a b Frenkiel-Krispin D, Ben-Avraham I, Englander J, Shimoni E, Wolf SG, Minsky A (enero de 2004). "Reestructuración de nucleoides en bacterias en estado estacionario" . Microbiología molecular . 51 (2): 395–405. doi : 10.1046 / j.1365-2958.2003.03855.x . PMID 14756781 .
- ^ Ball CA, Osuna R, Ferguson KC, Johnson RC (diciembre de 1992). "Cambios dramáticos en los niveles de Fis sobre el cambio de nutrientes en Escherichia coli" . Revista de bacteriología . 174 (24): 8043–56. doi : 10.1128 / jb.174.24.8043-8056.1992 . PMC 207543 . PMID 1459953 .
- ^ Claret L, Rouviere-Yaniv J (octubre de 1997). "Variación en la composición de HU durante el crecimiento de Escherichia coli: el heterodímero es necesario para la supervivencia a largo plazo". Revista de Biología Molecular . 273 (1): 93-104. doi : 10.1006 / jmbi.1997.1310 . PMID 9367749 .
- ^ a b c Badrinarayanan A, Lesterlin C, Reyes-Lamothe R, Sherratt D (septiembre de 2012). "El complejo SMC de Escherichia coli, MukBEF, da forma a la organización nucleoide independientemente de la replicación del ADN" . Revista de bacteriología . 194 (17): 4669–76. doi : 10.1128 / JB.00957-12 . PMC 3415497 . PMID 22753058 .
- ^ a b c Petrushenko ZM, Lai CH, Rybenkov VV (noviembre de 2006). "Interacciones antagonistas de las kleisinas y el ADN con la Condensina MukB bacteriana" . La revista de química biológica . 281 (45): 34208-17. doi : 10.1074 / jbc.M606723200 . PMC 1634889 . PMID 16982609 .
- ^ a b c Lal A, Dhar A, Trostel A, Kouzine F, Seshasayee AS, Adhya S (marzo de 2016). "Patrones de escala del genoma de superenrollamiento en un cromosoma bacteriano" . Comunicaciones de la naturaleza . 7 : 11055. Código Bibliográfico : 2016NatCo ... 711055L . doi : 10.1038 / ncomms11055 . PMC 4820846 . PMID 27025941 .
- ^ a b Kar S, Edgar R, Adhya S (noviembre de 2005). "Remodelación de nucleoides por una proteína HU alterada: reorganización del programa de transcripción" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 102 (45): 16397–402. Código Bibliográfico : 2005PNAS..10216397K . doi : 10.1073 / pnas.0508032102 . PMC 1283455 . PMID 16258062 .
- ^ Lim CJ, Lee SY, Kenney LJ, Yan J (2012). "La formación de filamentos de nucleoproteínas es la base estructural para el silenciamiento del gen de la proteína bacteriana H-NS" . Informes científicos . 2 : 509. Código Bibliográfico : 2012NatSR ... 2E.509L . doi : 10.1038 / srep00509 . PMC 3396134 . PMID 22798986 .
- ^ Aki T, Choy HE, Adhya S (febrero de 1996). "HU de proteína similar a histona como regulador transcripcional específico: papel de cofactor en la represión de la transcripción gal por el represor GAL" . Genes to Cells . 1 (2): 179–88. doi : 10.1046 / j.1365-2443.1996.d01-236.x . PMID 9140062 .
- ^ Pagel JM, Winkelman JW, Adams CW, Hatfield GW (abril de 1992). "Regulación del inicio de la transcripción mediada por topología de ADN de los promotores en tándem del operón ilvGMEDA de Escherichia coli". Revista de Biología Molecular . 224 (4): 919–35. doi : 10.1016 / 0022-2836 (92) 90460-2 . PMID 1569580 .
- ^ Parekh BS, Hatfield GW (febrero de 1996). "Activación transcripcional por flexión de ADN inducida por proteínas: evidencia de un modelo de transmisión estructural de ADN" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 93 (3): 1173–7. Código Bibliográfico : 1996PNAS ... 93.1173P . doi : 10.1073 / pnas.93.3.1173 . PMC 40051 . PMID 8577735 .
- ^ a b c Dorman CJ, Dorman MJ (septiembre de 2016). "El superenrollamiento de ADN es un principio regulador fundamental en el control de la expresión de genes bacterianos" . Revisiones biofísicas . 8 (3): 209–220. doi : 10.1007 / s12551-016-0205-y . PMC 5425793 . PMID 28510224 .
- ^ Chong S, Chen C, Ge H, Xie XS (julio de 2014). "Mecanismo de estallido transcripcional en bacterias" . Celular . 158 (2): 314–326. doi : 10.1016 / j.cell.2014.05.038 . PMC 4105854 . PMID 25036631 .
- ^ Berger M, Gerganova V, Berger P, Rapiteanu R, Lisicovas V, Dobrindt U (agosto de 2016). "Genes en un cable: la proteína asociada a nucleoides HU aísla las unidades de transcripción en Escherichia coli" . Informes científicos . 6 : 31512. Código Bibliográfico : 2016NatSR ... 631512B . doi : 10.1038 / srep31512 . PMC 4992867 . PMID 27545593 .
- ^ Koli P, Sudán S, Fitzgerald D, Adhya S, Kar S (2011). "Conversión de Escherichia coli K-12 comensal a una forma invasiva mediante la expresión de una proteína mutante similar a la histona" . mBio . 2 (5). doi : 10.1128 / mBio.00182-11 . PMC 3172693 . PMID 21896677 .
- ^ a b c Kar S, Choi EJ, Guo F, Dimitriadis EK, Kotova SL, Adhya S (diciembre de 2006). "Superenrollamiento de ADN diestro por una forma octamérica de proteína similar a histona HU: modulación de la transcripción celular" . La revista de química biológica . 281 (52): 40144–53. doi : 10.1074 / jbc.M605576200 . PMID 17062578 .
- ^ Kar S, Choi EJ, Guo F, Dimitriadis EK, Kotova SL, Adhya S (diciembre de 2006). "Superenrollamiento de ADN diestro por una forma octamérica de proteína similar a histona HU: modulación de la transcripción celular" . La revista de química biológica . 281 (52): 40144–53. doi : 10.1074 / jbc.M605576200 . PMID 17062578 .
- ^ Kar S, Choi EJ, Guo F, Dimitriadis EK, Kotova SL, Adhya S (diciembre de 2006). "Superenrollamiento de ADN diestro por una forma octamérica de proteína similar a histona HU: modulación de la transcripción celular" . La revista de química biológica . 281 (52): 40144–53. doi : 10.1074 / jbc.M605576200 . PMID 17062578 .
- ^ a b Uhlmann F (julio de 2016). "Complejos SMC: del ADN a los cromosomas". Nature Reviews Biología celular molecular . 17 (7): 399–412. doi : 10.1038 / nrm.2016.30 . PMID 27075410 . S2CID 20398243 .
- ^ Dekker J, Rippe K, Dekker M, Kleckner N (febrero de 2002). "Captura de la conformación cromosómica" . Ciencia . 295 (5558): 1306-11. Código Bibliográfico : 2002Sci ... 295.1306D . doi : 10.1126 / science.1067799 . PMID 11847345 . S2CID 3561891 .
- ^ Lieberman-Aiden E, van Berkum NL, Williams L, Imakaev M, Ragoczy T, Telling A, et al. (Octubre de 2009). "El mapeo completo de interacciones de largo alcance revela principios de plegamiento del genoma humano" . Ciencia . 326 (5950): 289–93. Código Bibliográfico : 2009Sci ... 326..289L . doi : 10.1126 / science.1181369 . PMC 2858594 . PMID 19815776 .
- ^ a b c d Le TB, Imakaev MV, Mirny LA, Laub MT (noviembre de 2013). "Mapeo de alta resolución de la organización espacial de un cromosoma bacteriano" . Ciencia . 342 (6159): 731–4. Código Bibliográfico : 2013Sci ... 342..731L . doi : 10.1126 / science.1242059 . PMC 3927313 . PMID 24158908 .
- ^ Wang X, Le TB, Lajoie BR, Dekker J, Laub MT, Rudner DZ (agosto de 2015). "La condensina promueve la yuxtaposición de ADN que flanquea su sitio de carga en Bacillus subtilis" . Genes y desarrollo . 29 (15): 1661–75. doi : 10.1101 / gad.265876.115 . PMC 4536313 . PMID 26253537 .
- ^ Dekker J, Heard E (octubre de 2015). "Diversidad estructural y funcional de dominios de asociación topológica" . Cartas FEBS . 589 (20 Pt A): 2877–84. doi : 10.1016 / j.febslet.2015.08.044 . PMC 4598308 . PMID 26348399 .
- ^ Niki H, Hiraga S (abril de 1998). "Localización polar del origen y el término de replicación en nucleoides de Escherichia coli durante la partición cromosómica" . Genes y desarrollo . 12 (7): 1036–45. doi : 10.1101 / gad.12.7.1036 . PMC 316681 . PMID 9531540 .
- ^ Niki H, Yamaichi Y, Hiraga S (enero de 2000). "Organización dinámica del ADN cromosómico en Escherichia coli" . Genes y desarrollo . 14 (2): 212-23. PMC 316355 . PMID 10652275 .
- ^ Boccard F, Esnault E, Valens M (julio de 2005). "Disposición espacial y organización del macrodominio de los cromosomas bacterianos" . Microbiología molecular . 57 (1): 9–16. doi : 10.1111 / j.1365-2958.2005.04651.x . PMID 15948945 .
- ^ Duigou S, Boccard F (mayo de 2017). "Organización cromosómica de largo alcance en Escherichia coli: la posición del origen de replicación define las regiones no estructuradas y los macrodominios derecho e izquierdo" . PLOS Genetics . 13 (5): e1006758. doi : 10.1371 / journal.pgen.1006758 . PMC 5441646 . PMID 28486476 .
- ^ a b c Nolivos S, Upton AL, Badrinarayanan A, Müller J, Zawadzka K, Wiktor J, et al. (Enero de 2016). "MatP regula la acción coordinada de la topoisomerasa IV y MukBEF en la segregación cromosómica" . Comunicaciones de la naturaleza . 7 : 10466. Código Bibliográfico : 2016NatCo ... 710466N . doi : 10.1038 / ncomms10466 . PMC 4738335 . PMID 26818444 .
- ^ a b Dupaigne P, Tonthat NK, Espéli O, Whitfill T, Boccard F, Schumacher MA (noviembre de 2012). "Base molecular para un mecanismo de puente de ADN mediado por proteínas que funciona en la condensación del cromosoma de E. coli" . Célula molecular . 48 (4): 560–71. doi : 10.1016 / j.molcel.2012.09.009 . PMC 7505563 . PMID 23084832 .
- ^ Wang S, Cosstick R, Gardner JF, Gumport RI (octubre de 1995). "La unión específica del factor huésped de integración de Escherichia coli implica surcos mayores y menores de ADN". Bioquímica . 34 (40): 13082–90. doi : 10.1021 / bi00040a020 . PMID 7548068 .
- ^ Karas VO, Westerlaken I, Meyer AS (octubre de 2015). "La proteína de unión al ADN de las células hambrientas (Dps) utiliza funciones duales para defender las células contra múltiples tensiones" . Revista de bacteriología . 197 (19): 3206–15. doi : 10.1128 / JB.00475-15 . PMC 4560292 . PMID 26216848 .
- ^ a b Woo JS, Lim JH, Shin HC, Suh MK, Ku B, Lee KH, et al. (Enero de 2009). "Los estudios estructurales de un complejo de condensina bacteriana revelan una alteración dependiente de ATP de las interacciones entre subunidades" (PDF) . Celular . 136 (1): 85–96. doi : 10.1016 / j.cell.2008.10.050 . PMID 19135891 . S2CID 4608756 .
- ^ a b c d e Badrinarayanan A, Reyes-Lamothe R, Uphoff S, Leake MC, Sherratt DJ (octubre de 2012). "Arquitectura in vivo y acción del mantenimiento estructural bacteriano de proteínas cromosómicas" . Ciencia . 338 (6106): 528–31. Código bibliográfico : 2012Sci ... 338..528B . doi : 10.1126 / science.1227126 . PMC 3807729 . PMID 23112333 .
- ^ Kumar R, Grosbart M, Enfermera P, Bahng S, Wyman CL, Marians KJ (octubre de 2017). "La condensina bacteriana MukB compacta el ADN secuestrando superenrollamientos y estabilizando bucles topológicamente aislados" . La revista de química biológica . 292 (41): 16904–16920. doi : 10.1074 / jbc.M117.803312 . PMC 5641887 . PMID 28842486 .
- ^ Niki H, Imamura R, Kitaoka M, Yamanaka K, Ogura T, Hiraga S (diciembre de 1992). "La proteína MukB de E. coli involucrada en la partición cromosómica forma un homodímero con una estructura de varilla y bisagra que tiene actividades de unión de ADN y de unión de ATP / GTP" . El diario EMBO . 11 (13): 5101–9. doi : 10.1002 / j.1460-2075.1992.tb05617.x . PMC 556988 . PMID 1464330 .
- ^ Melby TE, Ciampaglio CN, Briscoe G, Erickson HP (septiembre de 1998). "La estructura simétrica del mantenimiento estructural de los cromosomas (SMC) y proteínas MukB: bobinas enroscadas antiparalelas largas, plegadas en una bisagra flexible" . The Journal of Cell Biology . 142 (6): 1595–604. doi : 10.1083 / jcb.142.6.1595 . PMC 2141774 . PMID 9744887 .
- ^ a b Yamazoe M, Onogi T, Sunako Y, Niki H, Yamanaka K, Ichimura T, Hiraga S (noviembre de 1999). "Formación de complejos de proteínas MukB, MukE y MukF implicadas en la partición cromosómica en Escherichia coli" . El diario EMBO . 18 (21): 5873–84. doi : 10.1093 / emboj / 18.21.5873 . PMC 1171653 . PMID 10545099 .
- ^ Li Y, Stewart NK, Berger AJ, Vos S, Schoeffler AJ, Berger JM y col. (Noviembre de 2010). "Escherichia coli condensin MukB estimula la actividad de la topoisomerasa IV mediante una interacción física directa" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 107 (44): 18832–7. doi : 10.1073 / pnas.1008678107 . PMC 2973889 . PMID 20921377 .
- ^ Vos SM, Stewart NK, Oakley MG, Berger JM (noviembre de 2013). "Base estructural para la interacción MukB-topoisomerasa IV y sus implicaciones funcionales in vivo" . El diario EMBO . 32 (22): 2950–62. doi : 10.1038 / emboj.2013.218 . PMC 3832749 . PMID 24097060 .
- ^ Nicolas E, Upton AL, Uphoff S, Henry O, Badrinarayanan A, Sherratt D (febrero de 2014). "El complejo SMC MukBEF recluta topoisomerasa IV al origen de la región de replicación en Escherichia coli vivo" . mBio . 5 (1): e01001-13. doi : 10.1128 / mBio.01001-13 . PMC 3950513 . PMID 24520061 .
- ^ Zawadzki P, Stracy M, Ginda K, Zawadzka K, Lesterlin C, Kapanidis AN, Sherratt DJ (diciembre de 2015). "La localización y acción de la topoisomerasa IV en la segregación cromosómica de Escherichia coli está coordinada por el complejo SMC, MukBEF" . Informes de celda . 13 (11): 2587-2596. doi : 10.1016 / j.celrep.2015.11.034 . PMC 5061553 . PMID 26686641 .
- ^ a b c Baxter J, Oliver AW, Schalbetter SA (enero de 2019). "¿Son los factores de extrusión de bucle de complejos SMC? Vincular la teoría con el hecho" . BioEssays . 41 (1): e1800182. doi : 10.1002 / bies.201800182 . PMID 30506702 .
- ^ Zawadzka K, Zawadzki P, Baker R, Rajasekar KV, Wagner F, Sherratt DJ, Arciszewska LK (enero de 2018). "Las ATPasas de MukB están reguladas independientemente por los dominios N- y C-terminales de la kleisina de MukF" . eLife . 7 . doi : 10.7554 / eLife.31522 . PMC 5812716 . PMID 29323635 .
- ^ Sawitzke JA, Austin S (febrero de 2000). "Supresión de defectos de segregación cromosómica de mutantes de Escherichia coli muk por mutaciones en topoisomerasa I" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 97 (4): 1671–6. Código Bibliográfico : 2000PNAS ... 97.1671S . doi : 10.1073 / pnas.030528397 . PMC 26494 . PMID 10660686 .
- ^ Adachi S, Hiraga S (julio de 2003). "Mutantes que suprimen la hipersensibilidad a la novobiocina de una mutación nula de mukB" . Revista de bacteriología . 185 (13): 3690–5. doi : 10.1128 / jb.185.13.3690-3695.2003 . PMC 161581 . PMID 12813060 .
- ^ Petrushenko ZM, Lai CH, Rai R, Rybenkov VV (febrero de 2006). "Remodelación de ADN por MukB. Anudado para diestros, superenrollamiento para zurdos" . La revista de química biológica . 281 (8): 4606-15. doi : 10.1074 / jbc.M504754200 . PMC 1633270 . PMID 16368697 .
- ^ Gaal T, Bratton BP, Sanchez-Vazquez P, Sliwicki A, Sliwicki K, Vegel A, et al. (Octubre de 2016). "Colocalización de loci cromosómicos distantes en el espacio en E. coli: un nucleolo bacteriano" . Genes y desarrollo . 30 (20): 2272–2285. doi : 10.1101 / gad.290312.116 . PMC 5110994 . PMID 27898392 .
- ^ Jin DJ, Cabrera JE (noviembre de 2006). "Acoplamiento de la distribución de la ARN polimerasa a la regulación génica global y la estructura dinámica del nucleoide bacteriano en Escherichia coli". Revista de Biología Estructural . 156 (2): 284–91. doi : 10.1016 / j.jsb.2006.07.005 . PMID 16934488 .
- ^ a b c Qian Z, Dimitriadis EK, Edgar R, Eswaramoorthy P, Adhya S (julio de 2012). "Conexiones cromosómicas intersegmentarias mediadas por represor de galactosa en Escherichia coli" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 109 (28): 11336–41. Código bibliográfico : 2012PNAS..10911336Q . doi : 10.1073 / pnas.1208595109 . PMC 3396475 . PMID 22733746 .
- ^ Weickert MJ, Adhya S (octubre de 1993). "El regulón de galactosa de Escherichia coli" . Microbiología molecular . 10 (2): 245–51. doi : 10.1111 / j.1365-2958.1993.tb01950.x . PMID 7934815 . S2CID 6872903 .
- ^ a b Agerschou ED, Christiansen G, Schafer NP, Madsen DJ, Brodersen DE, Semsey S, Otzen DE (junio de 2016). "El regulador transcripcional GalR se autoensambla para formar estructuras tubulares muy regulares" . Informes científicos . 6 : 27672. Bibcode : 2016NatSR ... 627672A . doi : 10.1038 / srep27672 . PMC 4899725 . PMID 27279285 .
- ^ Kavenoff R, Ryder OA (marzo de 1976). "Microscopía electrónica de cromosomas plegados asociados a membrana de Escherichia coli". Cromosoma . 55 (1): 13-25. doi : 10.1007 / bf00288323 . PMID 767075 . S2CID 31879250 .
- ^ Worcel A, Burgi E (enero de 1974). "Propiedades de una forma unida a la membrana del cromosoma plegado de Escherichia coli". Revista de Biología Molecular . 82 (1): 91-105. doi : 10.1016 / 0022-2836 (74) 90576-2 . PMID 4594427 .
- ^ Roggiani M, Goulian M (2015). "Interacciones cromosoma-membrana en bacterias". Revisión anual de genética . 49 : 115-29. doi : 10.1146 / annurev-genet-112414-054958 . PMID 26436460 .
- ^ Libby EA, Roggiani M, Goulian M (mayo de 2012). "La expresión de la proteína de membrana desencadena el reposicionamiento del locus cromosómico en bacterias" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 109 (19): 7445–50. Código bibliográfico : 2012PNAS..109.7445L . doi : 10.1073 / pnas.1109479109 . PMC 3358875 . PMID 22529375 .
- ^ Brameyer S, Rösch TC, El Andari J, Hoyer E, Schwarz J, Graumann PL, Jung K (2019). "La unión al ADN dirige la localización de un receptor integrado en la membrana de la familia ToxR" . Biología de las comunicaciones . 2 : 4. doi : 10.1038 / s42003-018-0248-7 . PMC 6320335 . PMID 30740540 .
- ^ Espéli O, Borne R, Dupaigne P, Thiel A, Gigant E, Mercier R, Boccard F (mayo de 2012). "Una interacción MatP-divisoma coordina la segregación de cromosomas con la división celular en E. coli" . El diario EMBO . 31 (14): 3198–211. doi : 10.1038 / emboj.2012.128 . PMC 3400007 . PMID 22580828 .
- ^ Bernhardt TG, de Boer PA (mayo de 2005). "SlmA, una proteína de unión a FtsZ asociada a nucleoides necesaria para bloquear el ensamblaje del anillo septal sobre los cromosomas en E. coli" . Célula molecular . 18 (5): 555–64. doi : 10.1016 / j.molcel.2005.04.012 . PMC 4428309 . PMID 15916962 .
- ^ Woldringh CL, Jensen PR, Westerhoff HV (septiembre de 1995). "Estructura y partición del ADN bacteriano: ¿determinado por un equilibrio de fuerzas de expansión y compactación?" (PDF) . Cartas de Microbiología FEMS . 131 (3): 235–42. doi : 10.1111 / j.1574-6968.1995.tb07782.x . PMID 7557335 .
- ^ a b Van Helvoort JM, Huls PG, Vischer NO, Woldringh CL (mayo de 1998). "Los nucleoides fusionados se resegregan más rápido que el alargamiento celular en los filamentos pbpB (Ts) de Escherichia coli después de la liberación de la inhibición del cloranfenicol" . Microbiología . 144 (5): 1309-17. doi : 10.1099 / 00221287-144-5-1309 . PMID 9611806 .
- ^ Eltsov, Mikhail; Zuber, Benoît (2006). "Microscopía electrónica de transmisión del nucleoide bacteriano". Revista de Biología Estructural . 156 (2): 246-254. doi : 10.1016 / j.jsb.2006.07.007 . ISSN 1047-8477 . PMID 16978880 .
- ^ Robinow, C; Kellenberger, E (1994). "El nucleoide bacteriano revisitado" . Revisiones microbiológicas . 58 (2): 211–232. doi : 10.1128 / mmbr.58.2.211-232.1994 . ISSN 0146-0749 . PMC 372962 . PMID 7521510 .
- ^ Smith BT, Grossman AD, Walker GC (enero de 2002). "Localización de UvrA y efecto del daño del ADN en el cromosoma de Bacillus subtilis" . Revista de bacteriología . 184 (2): 488–93. doi : 10.1128 / jb.184.2.488-493.2002 . PMC 139587 . PMID 11751826 .
- ^ Odsbu I, Skarstad K (octubre de 2009). "Una reducción en la actividad de la ribonucleótido reductasa ralentiza la horquilla de replicación del cromosoma pero no cambia su localización" . PLOS ONE . 4 (10): e7617. Código Bibliográfico : 2009PLoSO ... 4.7617O . doi : 10.1371 / journal.pone.0007617 . PMC 2773459 . PMID 19898675 .
- ^ Levin-Zaidman S, Frenkiel-Krispin D, Shimoni E, Sabanay I, Wolf SG, Minsky A (junio de 2000). "Conjuntos de RecA-ADN intracelulares ordenados: un sitio potencial de actividades in vivo mediadas por RecA" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 97 (12): 6791–6. Código Bib : 2000PNAS ... 97.6791L . doi : 10.1073 / pnas.090532397 . PMC 18741 . PMID 10829063 .
- ^ a b Delmas S, Duggin IG, Allers T (enero de 2013). "El daño del ADN induce la compactación de nucleoides a través del complejo Mre11-Rad50 en el archaeon Haloferax volcanii" . Microbiología molecular . 87 (1): 168–79. doi : 10.1111 / mmi.12091 . PMC 3565448 . PMID 23145964 .