Los ácidos fosfatídicos son fosfolípidos aniónicos importantes para la señalización celular y la activación directa de los canales iónicos activados por lípidos . La hidrólisis del ácido fosfatídico da lugar a una molécula de glicerol y ácido fosfórico y dos moléculas de ácidos grasos. Constituyen aproximadamente el 0,25% de los fosfolípidos en la bicapa. [1]
Estructura
El ácido fosfatídico consta de una cadena principal de glicerol , con, en general, un ácido graso saturado unido al carbono -1, un ácido graso insaturado unido al carbono -2 y un grupo fosfato unido al carbono -3. [2] [3]
Formación y degradación
Además de la síntesis de novo, PA se puede formar de tres formas:
- Por fosfolipasa D (PLD), a través de la hidrólisis del enlace PO de la fosfatidilcolina (PC) para producir PA y colina . [4]
- Por la fosforilación de diacilglicerol (DAG) por DAG quinasa (DAGK)
- Por la acilación del ácido lisofosfatídico por lisoPA-aciltransferasa (LPAAT); esta es la vía más común . [5]
El PA se degrada por conversión en DAG por las fosfohidrolasas de lípido fosfato (LPP) [6] [7] o en liso-PA por la fosfolipasa A (PLA).
Roles en la celda
El papel de la PA en la célula se puede dividir en tres categorías:
- El PA es el precursor de la biosíntesis de muchos otros lípidos.
- Las propiedades físicas del PA influyen en la curvatura de la membrana.
- El PA actúa como un lípido de señalización, reclutando proteínas citosólicas a las membranas apropiadas (p. Ej., Esfingosina quinasa 1 [8] ).
- PA juega un papel muy importante en la fototransducción en Drosophila [9]
- PA es un ligando lipídico que abre los canales iónicos. [10] Ver también canales iónicos activados por lípidos .
Los tres primeros roles no son mutuamente excluyentes. Por ejemplo, la PA puede participar en la formación de vesículas al promover la curvatura de la membrana y al reclutar las proteínas para llevar a cabo la tarea mucho más desfavorable desde el punto de vista energético de la formación del cuello y el pellizco.
Roles en la biosíntesis
El PA es un lípido celular vital que actúa como un precursor biosintético para la formación (directa o indirectamente) de todos los lípidos de acilglicerol en la célula. [11]
En células de mamífero y de levadura , se conocen dos vías diferentes para la síntesis de novo de PA, la vía del glicerol 3-fosfato o la vía del fosfato de dihidroxiacetona. En las bacterias, solo está presente la vía anterior y las mutaciones que bloquean esta vía son letales, lo que demuestra la importancia de la AP. En células de mamíferos y levaduras, donde las enzimas de estas vías son redundantes, la mutación de cualquier enzima no es letal. Sin embargo, vale la pena señalar que in vitro , las diversas aciltransferasas exhiben diferentes especificidades de sustrato con respecto a las acil-CoAs que se incorporan en PA. Las diferentes aciltransferasas también tienen diferentes distribuciones intracelulares, como el retículo endoplásmico (RE), las mitocondrias o peroxisomas, y concentraciones locales de ácidos grasos activados. Esto sugiere que las diversas aciltransferasas presentes en células de mamífero y de levadura pueden ser responsables de producir diferentes grupos de PA. [11]
La conversión de PA en diacilglicerol (DAG) por LPP es el paso de compromiso para la producción de fosfatidilcolina (PC), fosfatidiletanolamina (PE) y fosfatidilserina (PS). Además, el DAG también se convierte en CDP-DAG, que es un precursor del fosfatidilglicerol (PG), fosfatidilinositol (PI) y fosfoinosítidos (PIP, PIP 2 , PIP 3 ). [11]
Las concentraciones de PA se mantienen a niveles extremadamente bajos en la célula por la actividad de las LPP potentes. [6] Estos convierten PA en DAG muy rápidamente y, debido a que DAG es el precursor de muchos otros lípidos, también se metaboliza pronto en otros lípidos de membrana. Esto significa que cualquier regulación al alza en la producción de PA puede coincidir, con el tiempo, con una regulación al alza correspondiente en las LPP y en las enzimas metabolizadoras de DAG.
El PA es, por tanto, esencial para la síntesis de lípidos y la supervivencia celular, pero, en condiciones normales, se mantiene a niveles muy bajos en la célula.
Propiedades biofísicas
El PA es un fosfolípido único en el sentido de que tiene un pequeño grupo de cabeza muy cargado que está muy cerca de la columna vertebral del glicerol. Se sabe que la PA desempeña funciones tanto en la fisión de vesículas [12] como en la fusión, [13] y estas funciones pueden estar relacionadas con las propiedades biofísicas de la PA.
En los sitios de gemación o fusión de la membrana, la membrana se vuelve o está muy curvada. Un evento importante en la gemación de vesículas, como los transportadores de Golgi , es la creación y posterior estrechamiento del cuello de la membrana. Los estudios han sugerido que este proceso puede estar impulsado por los lípidos y han postulado un papel central para el DAG debido a su forma molecular, igualmente única. La presencia de dos cadenas de acilo pero sin grupo de cabeza da como resultado una gran curvatura negativa en las membranas. [14]
El LPAAT BARS-50 también se ha relacionado con la gemación del Golgi. [12] Esto sugiere que la conversión de lysoPA en PA podría afectar la curvatura de la membrana. La actividad de LPAAT duplica el número de cadenas de acilo, lo que aumenta en gran medida el área de la sección transversal del lípido que se encuentra "dentro" de la membrana, mientras que el grupo de cabeza de la superficie permanece sin cambios. Esto puede resultar en una curvatura de la membrana más negativa. Investigadores de la Universidad de Utrecht han analizado el efecto de lysoPA versus PA en la curvatura de la membrana midiendo el efecto que tienen en la temperatura de transición de PE de bicapas lipídicas a fases no lamelares usando 31 P-NMR. [15] Se demostró que la curvatura inducida por estos lípidos depende no solo de la estructura de lisoPA frente a PA, sino también de propiedades dinámicas, como la hidratación de los grupos de cabeza y las interacciones inter e intramoleculares. Por ejemplo, el Ca 2+ puede interactuar con dos AP para formar un complejo neutro pero muy curvado. La neutralización de las cargas repulsivas de los grupos de cabeza y la ausencia de cualquier obstáculo estérico permite interacciones intermoleculares fuertes entre las cadenas de acilo, lo que da como resultado microdominios ricos en PA. Por tanto , los cambios fisiológicos in vitro en el pH, la temperatura y las concentraciones de cationes tienen fuertes efectos sobre la curvatura de la membrana inducida por PA y lisoPA. [15] La interconversión de lisoPA, PA y DAG - y los cambios en el pH y la concentración de cationes - pueden causar desestabilización y flexión de la membrana, desempeñando un papel directo en la fisión de la membrana simplemente en virtud de sus propiedades biofísicas. Sin embargo, aunque se ha demostrado que PA y lysoPA afectan la curvatura de la membrana in vitro ; su papel in vivo no está claro.
Las funciones de lisoPA, PA y DAG en la promoción de la curvatura de la membrana no excluyen una función en el reclutamiento de proteínas para la membrana. Por ejemplo, el requerimiento de Ca 2+ para la fusión de liposomas complejos no se ve muy afectado por la adición de anexina I, aunque se reduce por PLD. Sin embargo, con la anexina I y la PLD, el grado de fusión aumenta en gran medida y el requerimiento de Ca 2+ se reduce casi 1000 veces hasta casi niveles fisiológicos. [13]
Por tanto, las funciones metabólicas, biofísicas, de reclutamiento y de señalización de la AP pueden estar interrelacionadas.
Papel en la señalización
El PA se mantiene bajo en la mayor parte de la membrana con el fin de explotar transitoriamente y señalizar localmente en alta concentración. [16] Por ejemplo, los canales TREK-1 se activan por asociación local con PLD y producción de PA. [17] La constante de disociación de PA para TREK-1 es aproximadamente 10 micromolar. [18] La unión relativamente débil combinada con una baja concentración de PA en la membrana permite que el canal se apague. La alta concentración local para la activación sugiere al menos algunas restricciones en la difusión local de lípidos. La baja concentración masiva de PA combinada con altas ráfagas locales es lo opuesto a la señalización PIP2. PIP2 se mantiene relativamente alto en la membrana y luego se hidroliza transitoriamente cerca de una proteína para reducir transitoriamente la señalización de PIP2. [19] La señalización de PA refleja la señalización de PIP2 en el sentido de que la concentración general de lípidos de señalización no necesita cambiar para ejercer un efecto local potente sobre una proteína diana.
Como se describió anteriormente, PLD hidroliza PC para formar PA y colina . Debido a que la colina es muy abundante en la célula, la actividad de PLD no afecta significativamente los niveles de colina; y es poco probable que la colina desempeñe algún papel en la señalización. [ cita requerida ]
El papel de la activación de PLD en numerosos contextos de señalización, combinado con la falta de un papel para la colina, sugiere que la PA es importante en la señalización. Sin embargo, PA se convierte rápidamente en DAG y también se sabe que DAG es una molécula de señalización. Esto plantea la cuestión de si la AP tiene un papel directo en la señalización o si simplemente actúa como un precursor de la producción de DAG. [20] [21] Si se encuentra que PA actúa solo como un precursor de DAG, entonces se puede plantear la pregunta de por qué las células deberían producir DAG usando dos enzimas cuando contienen el PLC que podría producir DAG en un solo paso.
El PA producido por PLD o por DAGK se puede distinguir por la adición de [γ- 32 P] ATP. Esto mostrará si el grupo fosfato se deriva recientemente de la actividad quinasa o si se origina en la PC. [22]
Aunque PA y DAG son interconvertibles, no actúan en las mismas vías. Los estímulos que activan PLD no activan enzimas aguas abajo de DAG y viceversa. Por ejemplo, se demostró que la adición de PLD a los resultados de las membranas en la producción de [ 32 P] marcado con PA y [ 32 P] fosfoinosítidos -etiquetados. [23] La adición de inhibidores de DAGK elimina la producción de [ 32 P] marcada con PA, pero no la producción PLD-estimulada de fosfoinosítidos.
Es posible que, aunque PA y DAG son interconvertibles, se puedan mantener grupos separados de lípidos señalizadores y no señalizadores. Los estudios han sugerido que la señalización de DAG está mediada por DAG poliinsaturado, mientras que el PA derivado de PLD es monoinsaturado o saturado. Por tanto, el PA funcional saturado / monoinsaturado puede degradarse hidrolizándolo para formar DAG saturado / monoinsaturado no funcional, mientras que el DAG funcional poliinsaturado puede degradarse convirtiéndolo en PA poliinsaturado no funcional. [20] [24]
Este modelo sugiere que los efectores PA y DAG deberían poder distinguir lípidos con los mismos grupos de cabeza pero con diferentes cadenas de acilo. Aunque algunas proteínas de unión a lípidos son capaces de insertarse en las membranas e hipotéticamente podrían reconocer el tipo de cadena de acilo o las propiedades resultantes de la membrana, muchas proteínas de unión a lípidos son citosólicas y se localizan en la membrana uniéndose solo a los grupos de lípidos. Quizás las diferentes cadenas de acilo pueden afectar el ángulo del grupo de cabeza en la membrana. Si este es el caso, sugiere que un dominio de unión a PA no solo debe poder unir PA específicamente, sino que también debe poder identificar aquellos grupos de cabeza que están en el ángulo correcto. Cualquiera que sea el mecanismo, esa especificidad es posible. Se observa en los testículos de cerdo DAGK que es específico para DAG poliinsaturados [25] y en dos LPP de hepatocitos de rata que desfosforilan diferentes especies de PA con diferentes actividades. [26] Además, se demostró que la estimulación de la actividad de SK1 por PS in vitro varía mucho dependiendo de si se utilizaron especies de PS dioleoílo (C18: 1), diestearoílo (C18: 0) o 1-estearoílo, 2-oleoílo. [27] Por lo tanto, parece que, aunque PA y DAG son interconvertibles, las diferentes especies de lípidos pueden tener diferentes actividades biológicas; y esto puede permitir que los dos lípidos mantengan vías de señalización separadas.
Medición de la producción de PA
Como el PA se convierte rápidamente en DAG, tiene una vida muy corta en la célula. Esto significa que es difícil medir la producción de PA y, por lo tanto, estudiar el papel de la PA en la célula. Sin embargo, la actividad PLD se puede medir mediante la adición de alcoholes primarios a la célula. [28] PLD luego lleva a cabo una reacción de transfosfatidilación, en lugar de hidrólisis, produciendo alcoholes fosfatidílicos en lugar de PA. Los alcoholes fosfatidílicos son callejones sin salida metabólicos y se pueden extraer y medir fácilmente. Por tanto, se puede medir la actividad de PLD y la producción de PA (si no el PA en sí) y, al bloquear la formación de PA, se puede inferir la participación de PA en los procesos celulares.
Interactores de proteínas
- SK1
- PDE4A1
- Raf1
- mTOR [29]
- PP1
- SHP1
- Spo20p
- p47phox
- PKCε
- PLC β
- PIP5K
- Opi1
- TREK-1 [30]
- K v [31]
- K ir 2.2 [32]
Referencias
- ^ Welti, R; Li, W; Li, M; Sang, Y; Biesiada, H; Zhou, ÉL; Rajashekar, CB; Williams, TD; Wang, X (30 de agosto de 2002). "Perfilar los lípidos de la membrana en las respuestas al estrés de las plantas. Papel de la fosfolipasa D alfa en los cambios de lípidos inducidos por congelación en Arabidopsis" . La revista de química biológica . 277 (35): 31994–2002. doi : 10.1074 / jbc.M205375200 . PMID 12077151 .
- ^ William W. Christie. "Ácido fosfatídico, ácido lisofosfatídico y lípidos relacionados" . Archivado desde el original el 23 de octubre de 2004 . Consultado el 5 de noviembre de 2009 .
- ^ Schroeder, R .; Londres, E .; Brown, D. (diciembre de 1994). "Las interacciones entre cadenas de acilo saturadas confieren resistencia a los detergentes sobre los lípidos y las proteínas ancladas con glicosilfosfatidilinositol (GPI): las proteínas ancladas con GPI en liposomas y células muestran un comportamiento similar" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 91 (25): 12130-12134. Código Bibliográfico : 1994PNAS ... 9112130S . doi : 10.1073 / pnas.91.25.12130 . PMC 45390 . PMID 7991596 .
- ^ Liscovitch M, Czarny M, Fiucci G, Tang X (febrero de 2000). "Fosfolipasa D: biología molecular y celular de una nueva familia de genes" . Biochem. J . 345 (3): 401–15. doi : 10.1042 / 0264-6021: 3450401 . PMC 1220771 . PMID 10642495 .
- ^ Devlin, TM 2004. Bioquímica , 4ª edición. Reverté, Barcelona. ISBN 84-291-7208-4
- ^ a b Brindley DN, Wagoner DW (mayo de 1996). "Fosfatidato fosfohidrolasa y transducción de señales". Chem. Phys. Lípidos . 80 (1–2): 45–57. doi : 10.1016 / 0009-3084 (96) 02545-5 . PMID 8681429 .
- ^ Brindley DN, Wagoner DW (septiembre de 1998). "Fosfohidrolasas de fosfato de lípidos de mamíferos" . J. Biol. Chem . 273 (38): 24281–4. doi : 10.1074 / jbc.273.38.24281 . PMID 9733709 .
- ^ Delon C, Manifava M, Wood E, et al. (Octubre de 2004). "La esfingosina quinasa 1 es un efector intracelular del ácido fosfatídico" . J. Biol. Chem . 279 (43): 44763–74. doi : 10.1074 / jbc.M405771200 . PMID 15310762 .
- ^ P, Raghu (agosto de 2012). "Señalización de lípidos en fotorreceptores de Drosophila". Biochim Biophys Acta . 1821 (8): 1154-1165. doi : 10.1016 / j.bbalip.2012.03.008 . PMID 22487656 .
- ^ Robinson, CV; Rohacs, T; Hansen, SB (septiembre de 2019). "Herramientas para comprender la regulación de lípidos a nanoescala de los canales de iones" . Tendencias en Ciencias Bioquímicas . 44 (9): 795–806. doi : 10.1016 / j.tibs.2019.04.001 . PMC 6729126 . PMID 31060927 .
- ^ a b c Athenstaedt K, Daum G (noviembre de 1999). "Ácido fosfatídico, un intermedio clave en el metabolismo de los lípidos" . EUR. J. Biochem . 266 (1): 1–16. doi : 10.1046 / j.1432-1327.1999.00822.x . PMID 10542045 .
- ^ a b Weigert R, Silletta MG, Spanò S, et al. (Noviembre de 1999). "CtBP / BARS induce la fisión de las membranas de Golgi acilando el ácido lisofosfatídico". Naturaleza . 402 (6760): 429–33. Código Bib : 1999Natur.402..429W . doi : 10.1038 / 46587 . PMID 10586885 . S2CID 4423468 .
- ^ a b Blackwood RA, Smolen JE, Transue A, et al. (Abril de 1997). "La actividad de la fosfolipasa D facilita la agregación y fusión inducida por Ca2 + de liposomas complejos". Soy. J. Physiol . 272 (4 Pt 1): C1279–85. doi : 10.1152 / ajpcell.1997.272.4.C1279 . PMID 9142853 .
- ^ Shemesh T, Luini A, Malhotra V, Burger KN, Kozlov MM (diciembre de 2003). "Constricción de preferencia de los portadores tubulares de Golgi impulsados por el metabolismo de los lípidos locales: un modelo teórico" . Biophys. J . 85 (6): 3813–27. Código Bibliográfico : 2003BpJ .... 85.3813S . doi : 10.1016 / S0006-3495 (03) 74796-1 . PMC 1303683 . PMID 14645071 . Archivado desde el original el 7 de mayo de 2008.
- ^ a b Kooijman EE, Chupin V, de Kruijff B, Burger KN (marzo de 2003). "Modulación de la curvatura de la membrana por ácido fosfatídico y ácido lisofosfatídico" . Tráfico . 4 (3): 162–74. doi : 10.1034 / j.1600-0854.2003.00086.x . PMID 12656989 .
- ^ Robinson, CV; Rohacs, T; Hansen, SB (septiembre de 2019). "Herramientas para comprender la regulación de lípidos a nanoescala de los canales de iones" . Tendencias en Ciencias Bioquímicas . 44 (9): 795–806. doi : 10.1016 / j.tibs.2019.04.001 . PMC 6729126 . PMID 31060927 .
- ^ Comoglio, Y; Levitz, J; Kienzler, MA; Lesage, F; Isacoff, EY; Sandoz, G (16 de septiembre de 2014). "La fosfolipasa D2 regula específicamente los canales de potasio TREK a través de la interacción directa y la producción local de ácido fosfatídico" . Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América . 111 (37): 13547–52. Código bibliográfico : 2014PNAS..11113547C . doi : 10.1073 / pnas.1407160111 . PMC 4169921 . PMID 25197053 .
- ^ Cabanos, C; Wang, M; Han, X; Hansen, SB (8 de agosto de 2017). "Un ensayo de unión fluorescente soluble revela el antagonismo de PIP 2 de los canales TREK-1" . Informes de celda . 20 (6): 1287–1294. doi : 10.1016 / j.celrep.2017.07.034 . PMC 5586213 . PMID 28793254 .
- ^ Pavel, MA; Chung, HW; Petersen, EN; Hansen, SB (octubre de 2019). "Mecanismo polimodal para la inhibición del canal K + relacionado con TWIK por anestésico local". Anestesia y Analgesia . 129 (4): 973–982. doi : 10.1213 / ANE.0000000000004216 . PMID 31124840 .
- ^ a b Hodgkin MN, Pettitt TR, Martin A, Michell RH, Pemberton AJ, Wakelam MJ (junio de 1998). "Diacilgliceroles y fosfatidatos: ¿qué especies moleculares son mensajeros intracelulares?". Trends Biochem. Sci . 23 (6): 200–4. doi : 10.1016 / S0968-0004 (98) 01200-6 . PMID 9644971 .
- ^ Wakelam MJ (diciembre de 1998). "Diacilglicerol - ¿cuándo es un mensajero intracelular?". Biochim. Biophys. Acta . 1436 (1–2): 117–26. doi : 10.1016 / S0005-2760 (98) 00123-4 . PMID 9838074 .
- ^ Cockcroft S, Baldwin JM, Allan D (julio de 1984). "La polifosfoinositido fosfodiesterasa activada por Ca2 + de membranas de neutrófilos humanos y de conejo" . Biochem. J . 221 (2): 477–82. doi : 10.1042 / bj2210477 . PMC 1144062 . PMID 6089740 .
- ^ Moritz A, De Graan PN, Gispen WH, Wirtz KW (abril de 1992). "El ácido fosfatídico es un activador específico de la fosfatidilinositol-4-fosfato quinasa" . J. Biol. Chem . 267 (11): 7207–10. doi : 10.1016 / S0021-9258 (18) 42504-5 . PMID 1313792 .
- ^ Bocckino SB, Blackmore PF, Wilson PB, Exton JH (noviembre de 1987). "Acumulación de fosfatidato en hepatocitos tratados con hormonas a través de un mecanismo de fosfolipasa D" . J. Biol. Chem . 262 (31): 15309-15. doi : 10.1016 / S0021-9258 (18) 48176-8 . PMID 3117799 .
- ^ Hodgkin MN, Gardner SD, Rose S, Paterson A, Martin A, Wakelam MJ (marzo de 1997). "Purificación y caracterización de sn-1-estearoil-2-araquidonoilglicerol quinasa de testículos de cerdo" . Biochem. J . 322 (Parte 2): 529–34. doi : 10.1042 / bj3220529 . PMC 1218222 . PMID 9065773 .
- ^ Fleming IN, Yeaman SJ (junio de 1995). "Purificación y caracterización de fosfohidrolasa de ácido fosfatídico insensible a N-etilmaleimida (PAP2) de hígado de rata" . Biochem. J . 308 (Pt 3): 983–9. doi : 10.1042 / bj3080983 . PMC 1136819 . PMID 8948459 .
- ^ Olivera A, Rosenthal J, Spiegel S (marzo de 1996). "Efecto de los fosfolípidos ácidos sobre la esfingosina quinasa". J. Cell. Biochem . 60 (4): 529–37. doi : 10.1002 / (SICI) 1097-4644 (19960315) 60: 4 <529 :: AID-JCB9> 3.0.CO; 2-U . PMID 8707892 .
- ^ Morris AJ, Frohman MA, Engebrecht J (octubre de 1997). "Medida de la actividad de la fosfolipasa D". Anal. Biochem . 252 (1): 1–9. doi : 10.1006 / abio.1997.2299 . PMID 9324933 .
- ^ Wiczer, Brian M; Thomas, George (27 de marzo de 2012). "Fosfolipasa D y mTORC1: los nutrientes son lo que los une". Sci. Señal . 5 (217): pe13. doi : 10.1126 / scisignal.2003019 . PMID 22457329 . S2CID 206671479 .
- ^ Cabanos, C; Wang, M; Han, X; Hansen, SB (8 de agosto de 2017). "Un ensayo de unión fluorescente soluble revela el antagonismo de PIP 2 de los canales TREK-1" . Informes de celda . 20 (6): 1287–1294. doi : 10.1016 / j.celrep.2017.07.034 . PMC 5586213 . PMID 28793254 .
- ^ Hite, RK; Butterwick, JA; MacKinnon, R (6 de octubre de 2014). "Modulación de ácido fosfatídico de la función del sensor de voltaje del canal Kv" . eLife . 3 . doi : 10.7554 / eLife.04366 . PMC 4212207 . PMID 25285449 .
- ^ Hansen, SB; Tao, X; MacKinnon, R (28 de agosto de 2011). "Base estructural de la activación PIP2 del rectificador interno clásico K + canal Kir2.2" . Naturaleza . 477 (7365): 495–8. Código Bibliográfico : 2011Natur.477..495H . doi : 10.1038 / nature10370 . PMC 3324908 . PMID 21874019 .